Options de remédiation des sédiments pour la baie de Lamèque, N.-B.

ANNEXE A

Gallizia, I, Vezzulli, L., and Fabiano, M. (2004) Oxygen Supply for Biostimulation of
Enzymatic Activity in Organic-Rich Marine Ecosystems. Soil Biology and Biochemistry,
36, 1645-1652.

Soil Biology & Biochemistry 36 (2004) 1645–1652

Approvisionnement en oxygène pour la biostimulation de l’activité enzymatique dans les
écosystèmes marins riches en matières organiques.

Ilaria Gallizia*, Luigi Vezzulli, Mauro Fabiano

Department for the Study of the Territory and its Resources (DIPTERIS), University of Genova, Corso Europa 26, Genova IT16132, Italy

Reçu sous forme révisée le 19 avril, 2004

Sommaire

L’épuisement de l’oxygène et l’utilisation d’accepteurs d’électrons avares d’énergie pour les processus de minéralisation sont considérés comme étant l’une des principales raisons limitant les taux de dégradation dans les écosystèmes aquatiques riches en matières organiques. Dans cette recherche, les effets de deux différents protocoles de biostimulation pour l’émission d’oxygène furent étudiés en utilisant les taux d’activités β-glucosidase extracellulaires. Des sédiments et des eaux riches en matières organiques furent recueillis dans le port de Gênes (Italie, nord-ouest de la Méditérranée) et l’oxygénation fut effectuée, soit en installant des conduits d’air dans l’eau au dessus, soit en plaçant des composés émettant de l’oxygène (ORC^®) directement dans les sédiments, dans des microcosmes en laboratoire. L’augmentation de l’activité enzymatique fut remarquable dans le compartiment d’eau des microcosmes oxygénés (ANOVA, p<0.05) et encore plus élevée pour le traitement ORC^®. En particulier, dans l’eau, des conduits d’air ont causé une augmentation de l’activité β-glucosidase durant les premiers 24 h (de 18.1 nmol l^-1 h^-1 (T=0, avant le traitement) à 50.9 nmol l^-1 h^-1 (T=24 h)), alors que l’ ORC^® induisait une augmentation d’activité β-glucosidase durant toute la période (de 12.4 nmol l^-1 h^-1 (T=0) à 63.7 nmol ^-1 h^-1 (T=60 d)) de concert avec une réduction des glucides (de 1.91 mg l^-1 (T=0) à 0.76 mg l^-1 (T=60 d)) et une augmentation du pH sédimentaire (de 8.04 (T=0) à 8.22 (T=60 d)). La réaction au traitement ORC^® dans l’eau sus-jacente fut également évidente dans le taux potentiel de conversion des glucides, diminuant de 0.86 h (T=0) à 0.06 h (T=60 d) et d’activité enzymatique spécifique dans certaines cellules, augmentant de 3.8 (T=0) à 22.8 nmol 1^-1 h^-1 cellule^-1 (T=60 d). Un changement moins remarquable fut observé dans les sédiments.

Mots-clés : sédiments riches en matières organiques ; biostimulation ; β-glucosidase ; oxygénation ; numétion bactérienne

1. Introduction

Les systèmes aquatiques hypertrophiques peuvent être naturels et sont typiquement associés avec des bassins peu profonds et clos (lagons, lacs et estuaires) : ils ont des charges nutritives élevées et une productivité primaire élevée (Ogrinc et al., 2002). De plus en plus, cependant, ces systèmes sont le résultat de l’activité anthropique et ils sont caractérisés par des charges excessives de matières organiques (MO) réfractaires de poids moléculaire élevé. Ces MO s’accumulent sur le fond marin, ce qui mène dans la plupart des cas à une transformation progressive des sédiments en un milieu (environnement) anoxique floconneux. Des études précédentes ont démontré que la perturbation amorcée par de plus grandes charges organiques dans les milieux aquatiques peuvent causer des changements dans la structure communautaire et la diversité des collectivités benthiques (Warwick et Clarke, 1993). Les bactéries hétérotrophes jouent un rôle clé dans la minéralisation de la matière organique (Deming et Baross, 1993) par la dégradation des polymères organiques, surtout par activités enzymatiques extracellulaires.

Plusieurs facteurs influencent la cinétique de la dégradation des MO, y compris la qualité des MO (par ex., composition biochimique), l’âge (par ex., stade de décomposition), l’association des particules (par ex., sorption aux surfaces minérales, matrice organique, structures des trames de l’argile et micropores), la bioturbation, les conditions environnementales (température, concentration de O₂ et autres accepteurs d’électrons), la chimie de réduction des métaux et la présence des contaminants (Aller, 1994; Cowie et Hedges, 1994; Keil et al., 1994; Mayer, 1994; Fenchel et al., 1998).

Le taux de minéralisation des MO dans les sédiments meubles (dans les premiers centimètres) a lieu par des voies aérobiques ou anaérobiques, selon la concentration d’O₂. Lorsque l’O₂ est épuisé, une série d’accepteurs d’électrons (par ex., NO~ ₃ , Mn et oxydes ferreux, SO^2-4 et CO₂) sont utilisés par les bactéries pour décomposer les composés organiques dans une séquence qui dépend sur le rendement en énergie libre (Froelich et al., 1979). Le rôle que joue l’oxygène dans la dégradation du carbonre organique dans les sédiments fait l’objet d’un débat depuis longtemps (Hartnett et Devol, 2003). Néanmoins, il fut établi que les régions faibles en oxygène sont souvent des sites de grandes accumulations de carbone et que la dégradation dans les conditions anaérobiques est généralement plus lente et moins efficace : certains composés ne sont pas dégradés anaérobiquement et certains sont dégradés seulement partiellement et peuvent encourager des métabolites toxiques (Holmer, 1999; Romantschuk et al., 2000). De plus, il a été démontré que la production de sulfures était le facteur principal qui affecte négativement les taux d’activités enzymatiques extracellulaires (Hoppe et al., 1990). La biostimulation signifie l’ajout de substrats limitateurs de végétation ou l’altération des conditions environnementales afin d’améliorer la dégradation bactérienne (Venosa, 1998). La présente étude fut conçue de sorte à investiguer la réaction de la communauté microbienne à la biostimulation en utilisant deux différents protocoles d’émission d’oxygène dans des microcosmes clos et riches en matières organiques. Ceci fut accompli en contrôlant des paramètres microbiens fonctionnels (taux d’activités β-glucosidase, βG) et structurels (densité bactérienne totale, TBN) et la concentration des glucides (CHO). Des études antécédentes ont rapporté ces paramètres comme étant de bons indicateurs de la biodégradation qui a lieu dans les écosystèmes riches en matières organiques (Fabiano et al., 2003; Vezzulli, 2003).

2. Matériel et méthodes

2.1. Schéma expérimental

Des sédiments et de l’eau furent recueillis avec l’aide d’un échantillonnage Van Veen (0.1 m², à une profondeur de 10 cm) avec l’appui de plongeurs autonomes dans un bassin clos dans le port de Gênes (Italie, nord-ouest de la Méditérranée). La profondeur de l’eau était de 5 m. Le site fut choisi pour ses caractéristiques particulières : un bassin artificiel semi-clos (environ 2 ha) hautement affecté par des intrants naturels et humains, avec une navigation maritime considérable, ainsi qu’une haute valeur économique et touristique. La confluence de nombreuses décharges d’eaux usées contribue fortement à l’enrichissement en MO dans les strates de boues submergées. Les caractéristiques des sédiments au moment de l’échantillonnage étaient : 58 % de particules <63 µm et 97 % <2 mm ; 57 % teneur en eau ; 32,4 % matière organique totale (MOT) ; 78 % porosité des sédiments. Les sédiments furent réduits et parraissaient d’une noirceur uniforme avec une forte odeur d’hydrogène sulfuré libre. Après la cueillette, le matériel fut transporté au laboratoire et une couche de sédiments de 20 cm fut placée dans trois boîtes carrées (35 cm chaque côté) et submergée sous une colonne de 20 cm d’eau recueillie dans le port durant la même journée. Chaque boîte fut divisée en trois compartiments étanches indépendants afin de tripler les données pour chaque traitement.

Les sédiments et l’eau eurent 3 jours pour se stabiliser afin de rétablir la condition originale avant le début de l’essai (Verrhiest et al., 2002). Deux différents protocoles de biostimulation par ajout d’oxygène furent appliqués : (1) Une « boîte à air » dans laquelle l’eau fut aérée continuellement par un barbotage lent (Penn-Plax Silent-Air, 5 atm) pour maintenir la concentration de l’oxygène dissous près des niveaux de saturation ; (2) une « boîte ORC^® » où des composés qui émettent de l’oxygène (ORC^®, Regenesis Bioremediation Products, San Clemente, CA, USA) furent ajoutés aux sédiments. L’ ORC^® est une poudre insoluble ayant le potentiel d’émettre du O₂ lorsqu’en contact avec un sol humide. Il contient du MgO₂ qui se décompose dans l’eau en Mg(OH)₂ et en O₂ selon la formule (White et al., 1999) :

Des aliquotes (200 g) d’ ORC^® furent positionnées dans la boîte d’ ORC^® en dessous des sédiments, dans des boudins filtreurs spécialement conçus pour ce processus (www.regenesis.com). Une troisième boîte (la boîte C) fut laissée sans traitement et utilisée comme contrôle. La température fut maintenue à 20± 2 °C. Les microcosmes furent contrôlés au dessus de 60 d et échantillonnés à T=0 (avant le début du traitement), T=1 (+24 h après le traitement), T=2 (+5 d), T=3 (+30 d) et T=4 (+60 d).

2.2. Échantillonnage et paramètres physico-chimiques

EChaque paramètre fut analysé en triple dans chaque compartiment des boîtes, à la fois dans l’eau et dans les sédiments, pour un total de neuf répétitions pour chaque boîte. L’eau fut échantillonnée directement en utilisant des micropipettes. Des échantillons de sédiments furent recueillis en insérant un tube PVC (5 cm i.d., 10 cm haut) dans les sédiments. Ceci a permis le retrait d’une carotte de sédiments et le mesurage des paramètres dans des conditions non perturbées. Des mesures du pH et de l’Eh furent effectuées en insérant les électrodes (HI9025 Hanna Instruments, Woonsocket, USA) dans les carottes de sédiments à trois profondeurs (0–2, 2–5, 5–10 cm).

2.3. Paramètres sédimentaires

La teneur en eau fut calculée comme différence entre le poids net et le poids sec après l’assèchement (60 °C, 48 h). La TOT fut obtenue des sédiments acidifiés pré-traités (2 M HCl) afin d’en retirer les carbonates (Buchanan, 1971), comme différence entre le poids sec après assèchement (60 °C, 48 h) et les résidus après la combustion dans un four à mouffle (450 °C, 5 h; Parker, 1983). La porosité des sédiments fut déterminée selon Danovaro et al. (1999). Les profils de dimension des particules furent déterminés par tamisage par voie sèche (60 °C, 24 h) selon le classement Udden-Wenthworth Φ Classification (Brown et McLachlan, 1990), après un pré-traitement des sédiments avec H₂O₂ afin d’oxyder la fraction organique. Tous les paramètres sédimentaires sont exprimés en pourcentage.

2.4. Concentration CHO

La concentration totale de CHO dans les sédiments fut analysée dans la couche sédimentaire supérieure de 2 cm en transférrant les aliquotes dans des boîtes de Petri et en les entreposant à -20 °C jusqu’à l’analyse. La concentration en CHO des particules dans le compartiment à eau fut analysée en filtrant des aliquotes de 15 ml (filtres GF/F Whatman pré-calcinés, dimension nominale des pores de 0.8 µm). Les filtres furent entreposés à -20 °C. Les analyses furent effectuées selon Dubois et al. (1956) et exprimées en équivalents de glucose. Des solutions D(+)Glucose furent utilisées comme normes et l’absorbance fut mesurée à 490 nm. Des blancs furent obtenus en utilisant des sédiments précombustés (450 °C, 5 h) et de l’eau ultra-pure, pour l’analyse respective des sédiments et de l’eau. La concentration en CHO fut convertie en équivalents C en utilisant 0,40 comme facteur de conversion (Fabiano et Danovaro, 1994) et normalisée à un poids sec après assèchement (60 °C, 24 h) pour les sédiments (mg g^-1) et par litre pour les échantillons d’eau (mg l^-1).

2.5. Paramètres microbiens

Des échantillons de sédiments pour la numération bactérienne furent recueillis dans la couche sédimentaire supérieure (premiers 2 cm) et ils furent immédiatement fixés avec du formol tamponné stérile préfiltré à 0,2 µm (concentration finale de 2 %) et entreposés à 4 °C jusqu’au temps de l’analyse (Hobbie et al., 1977). Les échantillons furent traités par sonication (trois fois, 1 min, Transonic Power 2000 Sonifier, 220 V) et dilués 1500–4000 fois selon la densité cellulaire avec du formol (concentration finale de 2 %). Des échantillons d’eau (aliquotes de 5ml) furent fixés avec 100 µl de formol pure tamponné et entreposés à 4 °C jusqu’au temps de l’analyse. Les échantillons furent traités par sonication (10 s) et dilués 30–50 fois selon la densité cellulaire avec du formol tamponné stérile préfiltré à 0,2 µm. Des sous-échantillons d’eau et de sédiments furent ensuite colorés avec de l’orangé d’acridine (concentration finale de 5 mg l-1) et filtrés sur des filtres de polycarbonates « Black Nucleopore » avec un diamètre de pore de 0.2 µm (Millipore, Billerica, MA, USA; Hobbie et al., 1977). Trente champs choisis au hazard sur chaque lame furent comptés à l’aide du microscope à fluorescence (Zeiss A-Plan, X 1000). Les abondances de bactéries sont rapportées en nombres de cellules g^-1 ou ml^-1.

2.6. Activité β-Glucosidase

Le potentiel d’activité enzymatique extracellulaire β-glucosidase fut mesuré immédiatement après extraction en utilisant le substrat artificiel 4-methylumbellyferyl-β-Dglucopyranoside (MUF). Les échantillons de sédiments (1 cm³) furent amendés avec 8 ml d’eau de mer artificielle stérile préfiltrée (diamètre des pores de 0,2 µm) et 1 ml MUF (concentration finale de 200 µM, après la détermination de la charge saturante ; Poremba, 1995). Les échantillons d’eau (8 ml) furent amendés avec 1 ml MUF comme ci-haut. Des incubations de substrat furent effectuées à la noirceur pendant 2 hres ; les activités enzymatiques ont augmenté de façon linéaire au fil du temps. Après l’incubation, les bouillies furent centrifugées (3000 rpm, 10 min) et les fractions surnageantes furent transférées dans de nouvelles fioles. La coloration fluorescente relâchée fut mesurée par fluorométrie (excitation 365 nm, émission 455 nm, Hoppe, 1993). Des solutions de 4-methylumbellyferone furent utilisées comme normes. Des blancs d’échantillons de sédiments et d’eau furent traités tel qu’indiqué ci-haut, mais sans addition de substrat. Les données furent exprimées en nmol g^-1 h^-1 et en nmol l^-1 h^-1. Le β G fut converti en équivalents de C mobilisés en supposant que 1 nmol de substrat hydrolisé enzymatiquement correspond à 72 ng de C mobilisé.

2.7. Analyses statistiques

Une analyse de la variance fut utilisée pour évaluer les changements quantitatifs des paramètres microbiens et biochimiques au fil du temps, entre les traitements et le contrôle. Les facteurs dans l’analyse furent le traitement (trois niveaux, orthogonal, fixé) et le temps (cinq niveaux, orthogonal, au hazard). L’effet du traitement fut défini comme étant important après avoir établi =0.05 comme étant le niveau supérieur du temps de traitement × du terme d’interaction. Le test de Tukey fut utilisé pour investiguer les différences entre les traitements. Tous les tests statistiques et les analyses de corrélation furent effectuées en utilisant « MATLAB Statistics Toolbox » (Version 6.1; The MathWorks).

3. Résultats

3.1. Paramètres physico-chimiques

Les mesures du potentiel d’oxydo-réduction dans le compartiment des sédiments au début de l’essai (expérience) furent fortement négatives dans toutes les boîtes, avec des valeurs variant de -180 à -400 mV (Fig. 1) ; aucune différence appréciable en-dedans des boîtes ne fut observée dans les trois couches de sédiments (0–2, 2–5, 5–10 cm). Les mesures à la fin de l’expérience étaient beaucoup plus élevées qu’au début (T0= -290 mV et T4= -160 mV) et une augmentation marquée du potentiel d’oxydo-réduction durant cette période fut observée dans les boîtes biostimulées (augmentation de 54±12 % dans les boîtes AIR et ORC^®) comparé à la boîte C (17±3 %). Le potentiel d’oxydo-réduction dans l’eau susjacente (les données ne sont pas montrées) variait d’un échantillon à l’autre, peu importe le traitement de biostimulation : les valeurs les plus basses furent observées à T=0 et 4 (la moyenne étant de 95.8±6.0 et de 97.7±4.0 mV, respectivement) si comparées à T=1, 2 et 3 (valeurs moyennes de 196.6±2.0, 178.1±2.2 et de 156.7±6.1 mV, respectivement).

Fig. 1. Potentiel d’oxydo-réduction des sédiments (couches 0–2, 2–5, 5–10 cm) dans les boîtes d’AIR, d’ ORC^® et C au début (avant, T=0) et à la fin (après, T=4) de l’expérience.

Le pH dans les compartiments de sédiments était de 7.95±2.5 durant l’expérience (Fig. 2) et il n’y avait aucune différence importante avec la profondeur. De T=2 et après (moyenne des trois couches 7.90± 0.10) une augmentation importante des valeurs du pH sédimentaire fut observée dans la boîte ORC^® (8.22±0.05 à T=4, moyenne des trois couches) (ANOVA, p<0.05).

Fig. 2. pH des sédiments dans les boîtes d’AIR, d’ ORC et C. Les données sont exprimées comme moyenne de trois couches (0–2, 2–5, 5–10 cm). Des barres d’erreur indiquent un écart moyen quadratique de neuf mesures.

3.2. Concentration CHO, activité βG et taux potentiel de conversion du CHO

Les tendances de concentrations de CHO dans les sédiments n’ont pas indiqué des diminutions ou des augmentations importantes soit sur une base de traitement ou une base temporelle (Fig. 3a). L’activité βG dans les sédiments est montrée dans la Fig. 3b et, bien que pas importante, une augmentation de 13.1 (T=0) à 28.8 nmol g^-1 h^-1 (T=4) fut observée dans la boîte ORC^®. La conversion CHO dans le compartiments des sédiments (Fig. 3c) fut extrêmement faible, avec des valeurs moyennes de 206.5, 232.3 et 219.4 d pour les boîtes AIR, ORC^® et C, respectivement (ANOVA, ns). Les données concernant l’eau sus-jacente sont rapportées dans la Fig. 4 : une tendance de diminution importante (ANOVA, p<0.05) du contenu en CHO fut observée dans la boîte ORC^® (de 1.91 mg l^-1 à T=0 jusqu’à 0.76 mg l^-1 à T=4) ; 95 % de cette réduction eu lieu durant les premiers 24 hres. Aucune tendance claire ne fut observée dans les autres boîtes dont les valeurs allaient de 0.26 (boîte C, T=0), à 2.13 mg l^-1 (boîte AIR, T=4) (Fig. 4a). La différence enregistrée dans la teneur initiale CHO de l’eau et les taux de conversion CHO dans les trois boîtes est probablement due à l’hétérogénéité naturelle des échantillons d’eau, tel que confirmé par des mesures similaires répliquées au sein des trois compartiments de chaque boîte (coefficient de variation ‹ 30 %).

Fig. 3. (a) Concentration des hydrates de carbones (CHO, exprimée mg g-1), (b) activité βglucosidase (β G, exprimée en nmol g^-1 h^-1) et (c) taux potentiel de conversion des hydrates de carbone (exprimés en journées, j) dans le compartiment des sédiments. Des barres d’erreur indiquent un écart moyen quadratique de neuf mesures.

L’activité β G dans le compartiment d’eau (Fig. 4b) a augmenté dans les deux boîtes biostimulées (ANOVA, p < 0.05). Dans la boîte AIR, l’augmentation fut importante seulement de T=0 (18.1 nmol l^-1 h^-1) à T=1 (50.9 nmol l^-1 h^-1), le jour après la stabilisation des tubes d’aération. Dans la boîte ORC^®, l’augmentation de l’activité était encore plus évidente (T-Tukey, p < 0.05), augmentant de 12.4 (T=0) à 63.7 nmol l^-1 h^-1 (T=4). De plus, dans le compartiment d’eau de la boîte ORC^®, l’activité potentielle démontrait une corrélation inverse avec le contenu en CHO (R=-0.57, p < 0.05). Le taux potentiel de conversion CHO dans le compartiment d’eau (Fig. 4c) était toujours de <1 h et indiquait une diminution temporelle importante dans la boîte ORC^® (de 0.86 à T=0 jusqu’à 0.06 h à T=4, ANOVA, p < 0.01).

Fig. 4. (a) Concentration des hydrates de carbones (CHO, exprimée mg g^-1), (b) activité βglucosidase (βG, exprimée en nmol g^-1 h^-1) et (c) taux potentiel de conversion des hydrates de carbone (exprimés en heures, h) dans le compartiment d’eau. Des barres d’erreur indiquent un écart moyen quadratique (EMQ) de neuf mesures.

3.3. Densité bactérienne et activité enzymatique spécifique aux cellules (AESC)

Les tendances de la numération bactérienne totale et de l’activité enzymatique spécifique aux cellules dans l’eau et les sédiments sont rapportées dans le Tableau 1. La densité bactérienne dans le compartiment d’eau est demeurée constante dans la boîte C (valeur moyenne 2.6±0.7×10⁶ cellules ml^-1), alors qu’elle démontrait une augmentation de 2–3 fois de T=0-1 dans la boîte ORC^®, mais elle a ensuite diminué au niveau T=0. Dans la boîte AIR, une augmentation de 4,5 fois du nombre total des bactéries fut observée entre T=3 et 4, où la présence d’énormes (bactéries) de formes allongées filamenteuses et aggrégées fut observée au microscope. L’AESC dans le compartiment d’eau démontrait une tendance à la hausse dans la boîte ORC^®, où elle s’est accrue à 3.8 à T=0 jusqu’à 22.8 nmol l^-1 h^-1 cellule^-1 à T=4. Le nombre total de bactéries dans les sédiments démontraient des tendances similaires pour les boîtes ORC^®, AIR et C : les changements n’étaient pas importants durant les premiers 30 jours, variant entre 1,2 et 3,2×10⁹ cellules g^-1, et augmentant jusqu’à trois fois à T=3, et diminuant ensuite aux valeurs initiales à T=4. La valeur moyenne du nombre total des bactéries (NTB) dans la boîte C fut le plus bas parmi les microcosmes. En ce qui concerne l’AESC sédimentaire, la boîte ORC^® était encore une fois la seule boîte dans laquelle une croissance importante fut observée, de T=0 (4.1 nmol g^-1 h^-1 cellule^-1) à T=4 (15.1 nmol g^-1 h^-1 cellule^-1).

4. Discussion

Les sédiments dans le port de Gênes furent fortement impactés par les charges organiques (moyenne de 16.0 mg g^-1 à T=0) comparé aux données rapportées dans la documentation en matière d’écosystèmes marins riches en matières organiques (Galois et al. 2000 ; Vezzulli et al., 2002 ; Manini et al., 2003). La boue sédimentaire était caractérisée par sa texture extrêmement fine (58 % des particles < 63 µm), une teneur élevée en eau (58 %) et la porosité des sédiments (78 %). Étant donné l’enrichissement organique, une condition anoxique permanente fut observée dans la boue, avec le potentiel d’oxydo-réduction toujours à < - 100 mV dans les couches de surface (Fig. 1). Les abondances bactériennes dans l’eau et les sédiments (Tableau 1) excédaient largement non seulement les valeurs rapportées dans la documentation pour les zones côtières environnantes (Danovaro et Fabiano, 1995; Danovaro et al., 1996; Albertelli et al., 1999), mais également les données reliées aux aires riches en MO (Bottcher et al., 2000). L’accumulation de carbone biopolymérique (la somme de protéines, d’hydrates de carbone et de lipides) est le résultat de l’équilibre entre la production in situ, les intrants allochthones, l’utilisation/dégradation et les exportations. Dans la présente étude, les CHO furent choisis comme représentants des charges de carbone organique dans le système. Ceci est parce qu’ils représentent la fraction la plus abondante des MO sédimentaires dans le port de Gênes (Fabiano et al., 2003) et parce qu’ils représentent habituellement la composante la plus réfractaire du réservoir organique et, par conséquence, un biomarqueur efficace de l’accumulation en MO dans les écosystèmes riches en matières organiques (Fabiano et al., 2003 ; Manini et al., 2003). Les données sur l’activité βG sédimentaire et les taux de conversion CHO supportent cette déclaration et confirmaient la composition hautement réfractaire des MO dans la boue submergée du port de Gênes. De fait, l’activité βG fut faible lorsque comparée aux valeurs rapportées dans la documentation pour les sédiments côtiers et eutrophiques (King, 1986 ; Meyer-Reil, 1986). Cette information, de concert avec de très faibles taux de conversion CHO (260 jours à T=0), suggère que seulement une petite fraction du réservoir CHO est enzymatiquement dégradable et, donc, disponible pour métabolisme hétérotrophe. Une tendance opposée fut observée dans le compartiment d’eau, où une activité βG élevée et de hautes concentrations de particules CHO furent couplées avec des taux de conversion très courts de CHO (toujours < 1 h). Une explication possible pour ces constatations est présentée plus loin et implique un couplage solide entre les compartiments de sédiments et d’eau, où la mobilisation initiale des MO dans les sédiments est rendue disponible pour la dégradation microbienne pélagique (Fabiano et al., 2003).

AESC et NTB dans le compartiment des sédiments (exprimés, respectivement, en nmol g^-1 h^-1 cellule^-1 et cellules < 10⁹ g^-1). L’écart moyen quadratique (EMQ) est calculé à partir de la moyenne des neufs mesures. ND non déterminer

Les traitements de biostimulation ont induit une réaction mesurable en ce qui concerne l’amélioration des taux de βG et d’AESC. Cette réaction fut particulièrement évidente dans la boîte amendée avec des composés ORC^®, alors que l’aération de l’eau (boîte AIR) donnait des changements moins marqués. Même à cela, seulement durant les premiers 24 hres. Si nous résumons la réaction d’ensemble à la biostimulation en utilisant l’ ORC^®, nous constatons une réaction fonctionnelle de la communauté microbienne dans les sédiments, en ce qui concerne le βG (13.1–28.8 nmol g^-1 h^-1; Fig. 3) et une augmentation de l’AESC (4.1–15.1 nmol g^-1 h^-1 cellule^-1; Tableau 1) couplée avec une diminution temporelle de la CHO (1.91–0.76 mg l^-1; Fig. 4) et une augmentation du βG (18.1–50.9 nmol l^-1 h^-1) dans l’eau.

Le reste des indicateurs fonctionnels utilisés pour évaluer les réactions ayant lieu dans l’eau sus-jacente des boîtes, tels que l’AESC et les taux de conversion potentiel CHO, étaient en accord avec ces constatations (Tableau 1 et Fig. 4). Une réaction fonctionnelle prompte de la communauté microbienne peut être expliquée par le fait que l’approvisionnement d’oxygène alimente le métabolisme microbien en améliorant les processus de respiration. De plus, il peut avoir un effet indirect sur la dégradation des polymères organiques par l’oxydation des sulphides qui sont autrement responsables pour l’inhibition des taux d’activité enzymatique (Hoppe et al., 1990).

L’augmentation attendue dans la concentration en O₂ et la réduction en H₂S peuvent être inférées par l’augmentation des valeurs pH et Eh observées dans les sédiments traités. La réaction structurale, en matière de dégradation des MO, fut moins marquée dans les sédiments lorsque comparée au compartiment de l’eau. Une explication possible pourrait considérer que la charge en MO très élevée qui caractérise les sédiments du port de Gênes masque probablement l’effet du traitement de biostimulation.

Les taux et l’efficacité de la décomposition des MO sous des conditions oxiques et anoxiques sont encore un sujet de débat (Hartnett et Devol, 2003). Il a été suggéré que l’oxygène a relativement peu d’influence sur la préservation du carbone organique dans les sédiments et que les événements de haute productivité et les taux de sédimentation sont plus importants (Henrichs et Reeburgh, 1987 ; Calvert et Pedersen, 1992). Peu importe, plusieurs études expérimentales semblent surtout attribuer les ratios de décomposition aérobiques/anaérobiques dans les milieux marins à l’âge et au stade de décomposition des MO. Les études effectuées utilisant des MO fraîches ont démontré que les taux de décomposition sous conditions aérobiques n’excédaient pas de beaucoup ceux sous décomposition anaérobiques, alors que la décomposition aérobique des vieilles MO réfractaires et partiellement dégradées pourrait excéder les taux anaérobiques d’un facteur allant jusqu’à 10 (Kristensen et al., 1995 ; Kristensen, 2000 ; Andersen, 1996 ; Hulthe et al., 1998). Conformément avec cette affirmation, une diminution importante en CHO réfractaire fut observée seulement dans le compartiment d’eau durant le traitement ORC^®.

Bien que les sédiments dans la boîte OORC^® démontraient une augmentation en βG, AESC, Eh et pH (Figs. 1–3), le manque de preuve d’une diminution des MO (Fig. 3) peut être expliquée par la charge organique excessive dans les sédiments. Une autre raison pour le manque de dégradation CHO pourrait être due aux conditions d’opérations des microcosmes : la MO, une fois mobilisée, n’est pas enlevée (du système clos) et elle peut retomber dans les sédiments. Cependant, la réaction fonctionnelle et structurelle d’ensemble observée en utilisant les composés ORC^® (à la fois dans les compartiments d’eau et de sédiments) appuie l’indication d’une dégradation accrue des MO dans le compartiment des sédiments. En particulier, l’effet important observé dans le compartiment d’eau suggère l’occurrence d’un solide couplage benthique-pélagique (les boudins ORC^® furent positionnés dans les sédiments). Cela implique une mobilisation des MO dans les sédiments qui, une fois relâchés dans la colonne d’eau, pourrait stimuler une réaction rapide par la communauté bactérienne. Ceci est en accord avec Fabiano et al. (2003) qui ont découvert que la réaction bactérienne et la dégradation des MO durant la bioremédiation des sédiments étaient plus évidentes dans l’eau sus-jacente due au flux benthique-pélagique du carbone dissous mobilisé dans les sédiments.

Nous concluons que les traitements de biostimulation, via l’approvisionnement en oxygène aux microcosmes contenant de l’eau et des sédiments riches en matières organiques, ont causé des changements dans l’ensemble du système eau-sédiments. Ce changement a causé une réaction fonctionnelle et, à un moindre degré structurelle, au sein de la communauté microbienne. En particulier, l’approvisionnement en oxygène directement dans les sédiments au lieu que dans l’eau peut représenter une manière d’améliorer naturellement les taux de dégradation enzymatique dans les systèmes riches en matières organiques. La réponse marquée observée dans l’eau suggérait un solide couplage ayant lieu entre les compartiments benthiques et pélagiques, et cela devrait être considéré pour l’évaluation des effets et des processus clés de bioremédiation dans les sédiments riches en matières organiques.

Références bibliographiques

Albertelli, G., Covazzi-Harriague, A., Danovaro, R., Fabiano, M., Fraschetti, S., Pusceddu, A., 1999. Differential responses of bacteria, meiofauna and macrofauna in a shelf area (Ligurian Sea, NW Mediterranean): role of food availability. Journal of Sea Research 42, 11–26.

Aller, R.C., 1994. Bioturbation and remineralization of sedimentary organic matter: effects of redox oscillation. Chemical Geology 114, 331–345.

Andersen, F.Ø., 1996. Fate of organic carbon added as diatom cells to oxic and anoxic marine sediments microcosms. Marine Ecology Progress Series 134, 225–233.

Bottcher, M.E., Hespenheide, B., Llobet-Brossa, E., Beardsley, C., Larsen, O., Schramm, A., Wieland, A., Bottcher, G., Berninger, U.G., Amann, R., 2000. The biogeochemistry, stable isotope geochemistry and microbial community structure of a temperate intertidal mudflat: an integrated study. Continental and Shelf Research 20, 1749–1769.

Brown, A.C., McLachlan, A., 1990. Ecology of Sandy Shores. Elsevier, Amsterdam p. 328.

Buchanan, J.B., 1971. Sediment analysis, in: Holme, N.A., McIntyre, A.D. (Eds.), Methods for the Study of Marine Benthos. Blackwell, Oxford, pp. 30–52.

Calvert, S.E., Pedersen, T.F., 1992. Organic carbon accumulation and preservation in marine sediments: how important is anoxia? in: Whelan, J.K., Farrington, J.W. (Eds.), Organic Matter: Productivity, Accumulation and Preservation in Recent and Ancient Sediments. Columbia University Press, New York, pp. 231–263.

Cowie, G.L., Hedges, J.I., 1994. Biochemical indicators of diagenetic alteration in natural organic matter mixtures. Nature 369, 304–307. Danovaro, R., Fabiano, M., 1995. Seasonal and interannual variation of benthic bacteria in a seagrass bed of the Mediterranean Sea: relationship with labile organic compounds and other environmental factors. Aquatic Microbiology Ecology 9, 17–26.

Danovaro, R., Della Croce, N., Fabiano, M., 1996. Microbial response to oil disturbance in the coastal sediments of the Ligurian Sea (Western Mediterranean). Chemistry and Ecology 12, 187–198.

Danovaro, R., Marrale, D., Della Croce, N., Parodi, P., Fabiano, M., 1999. Biochemical composition of sedimentary organic matter and bacterial distribution in the Aegean Sea: trophic state and pelagic–benthic coupling. Journal of Sea Research 42, 117–129.

Deming, J.W., Baross, J.A., 1993. The early diagenesis of organic matter: bacterial activity, in: Engel, M.H., Macko, S. (Eds.), Topics in geobiology. Plenum, New York, pp. 119–144.

Dubois, M., Gilles, K., Hamilton, J.K., Rebers, P.A., Smith, F., 1956. Colorimetric method for determination of sugars and related substances. Analytical Chemistry 28, 350–356.

Fabiano, M., Danovaro, R., 1994. Composition of organic matter in sediments facing a river estuary (Tyrrhenian Sea): relationships with bacteria and microphytobenthic biomass. Hydrobiologia 277, 71–84.

Fabiano, M., Marrale, D., Misic, C., 2003. Bacteria and organic matter dynamics during a bioremediation treatment of organic-rich harbour sediments. Marine Pollution Bulletin 46, 1164–1173.

Fenchel, T., King, G.M., Blackburn, T.H., 1998. Bacterial Biogeochemistry: the Ecophysiology of Mineral Cyling. Academic Press, San Diego.

Froelich, P.N., Klinkhammer, G.P., Bender, M.L., Luedtke, N.A., Health, G.R., Cullen, D., Dauphin, P., Hammond, D., Hartman, B., Maynard, V., 1979. Early oxidation of organic matter in pelagic sediments of eastern equatorial Atlantic: suboxic diagenesis. Geochimica et Cosmochimica Acta 43, 1075–1090.

Galois, R., Blanchard, R.G., Seguignes, M., Huet, V., Joassard, L., 2000. Spatial distribution of sediment particulate organic matter on two estuarine intertidal mudflats: a comparison between Marennes-Oléron Bay (France) and the Humber Estuary (UK). Continental shelf Research 20 (10-11), 1199–1217.

Hartnett, H.E., Devol, A.H., 2003. Role of a strong oxygen-deficient zone in the preservation and degradation of organic matter: a carbon budget for the continental margins of northwest Mexico and Washington State. Geochimica et Cosmochimica Acta 67 (2), 247–264.

Henrichs, S.M., Reeburgh, W.S., 1987. Anaerobic mineralization of marine sediment organic matter: rates and the role of anaerobic processes in the oceanic carbon economy. Geomicrobiology Journal 5, 191–237.

Hobbie, J.E., Daley, R.J., Jasper, S., 1977. Use of nucleopore filters for counting bacteria by fluorescence microscopy. Applied and Environmental Microbiology 33, 1225–1228.

Holmer, M., 1999. The effect of oxygen depletion on anaerobic organic matter degradation in marine sediments. Estuarine Coastal Shelf Research 48, 383–390.

Hoppe, H.G., Gocke, K., Kuparinen, J., 1990. Effect of H₂S on heterotrophic substrate uptake, extracellular enzyme activity and growth of brackish water bacteria. Marine Ecology Progress Series 64, 157–167.

Hoppe, H.G., 1993. Significance of exoenzymatic activity in the ecology of brackish water: measurements by means of methylumbelliferyl-substrate. Marine Ecology Progress Series 80, 191–201.

Hulthe, G., Hulth, S., Hall, P.O.J., 1998. Effects of oxygen on degradation rate of refractory and labile organic matter in continental margin sediments. Geochimica et Cosmochimica Acta 62, 1319–1328.

Keil, R.G., Montlucon, D.B., Prahl, F.G., Hedges, J.I., 1994. Sorptive preservation of labile organic matter in marine sediments. Nature 370, 549–552.

King, G.M., 1986. Characterisation of β-glucosidase activity in intertidal marine sediments. Applied and Environmental Microbiology 51, 373–380.

Kristensen, E., Ahmed, S.I., Devol, A.H., 1995. Aerobic and anaerobic decomposition of organic matter in marine sediment: which is fastest? Limnology and Oceanography 40, 1430–1437.

Kristensen, E., 2000. Organic matter diagenesis at the oxic/anoxic interface in coastal marine sediments, with emphasis on the role of burrowing animals. Hydrobiologia 46, 1–24.

Mayer, L.M., 1994. Surface area control of organic carbon accumulation in continental shelf sediments—a hypothesis. Geochimica et Cosmochimica Acta 58, 1271–1284.

Meyer-Reil, L.A., 1986. Measurement of hydrolytic activity and incorporation of dissolved organic substrate by microorganisms in marine sediments. Marine Ecology Progress Series 31, 143–149.

Ogrinc, N., Lojen, S., Faganeli, J., 2002. A mass balance of carbon stable isotopes in an organic-rich methane-producing lacustrine sediment (Lake Bled, Slovenia). Global and Planetary Change 33, 57–72.

Parker, J.G., 1983. A comparison of method used for the measurement of organic matter in marine sediments. Chemistry and Ecology 1, 201–210. Poremba, K., 1995. Hydrolytic enzymatic activity in deep-sea sediments. Microbiology Ecology 16, 213–222.

Romantschuk, M., Sarand, I., Peta¨nen, T., Peltola, R., Jonsson-Vihanne, M., Koivula, T., Yrjälä, K., Haahtela, K., 2000. Means to improve the effect of in situ bioremediation of contaminated soil: an overview of novel approaches. Environmental Pollution 107, 179–185.

Venosa, A.D., 1998. Oil spill bioremediation on coastal shorelines: a critique, in: Sikdar, S.K., Irvine, R.I. (Eds.), Bioremediation: Principles and Practice Bioremediation Technologies, vol. III. Technomic, Lancaster, PA, pp. 259–301.

Verrhiest, G.J., Cortes, S., Clément, B., Montuelle, B., 2002. Chemical and bacterial changes during laboratory conditioning of formulated and natural sediments. Chemosphere 46, 961–974.

Vezzulli, L., Chelossi, E., Riccardi, G., Fabiano, M., 2002. Bacterial community structure and activity in fish farm sediments of the Ligurian Sea (Western Mediterranean). Aquaculture International 10, 123–141.

Vezzulli, L., 2003. Impact and recovery in fish farm plants: structure and dynamics of the benthonic bacterial community. (Text in Italian). PhD Thesis, University of Genoa, Italy, 65 pp.

White, D., Schmidtke, T., Woolard, C., 1999. Laboratory model of a petroleum migration barrier in Arctic Alaska. Journal of Hazardous Materials 67 (3), 313–323.

Warwick, R.M., Clarke, K.R., 1993. Increased variability as a symptom of stress in marine communities. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology 172 (1–2), 215–226.

* Auteur correspondant. Téléphone : +39-10-3538069; Télécopieur : +39-10-3538140.
Courriel : gallizia@dipteris.unige.it (I. Gallizia).

0038-0717/$ - see front matter © 2004 Elsevier Ltd. All rights reserved. doi:10.1016/j.soilbio.2004.07.007