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Végétaux > Biotechnologie / VCN > Cultivation de plantes Bt Rapport final sur l'incidence écologique du pollen de maïs Bt sur les populations de monarque en Ontario 1999 - 2001
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SECTION 3: Toxicité du pollen de maïs Bt pour les chenilles de monarque |
Table des matières |
A. Bioessais en laboratoire
L'incidence sur les populations de monarque d'une exposition aux protéines Cry1A(b) varie selon la quantité de toxine exprimée dans le pollen des diverses variétés de maïs Bt. Le pollen des hybrides du maïs Bt-176 est celui qui contient les plus fortes concentrations de toxine, qui peuvent s'élever jusqu'à 7,1 Fg/g (EPA, 2000a). Les hybrides dérivés de la variété 176 comptent actuellement pour moins de 2 % des superficies cultivées en maïs en Amérique du Nord, et leur homologation ne sera pas renouvelée en 2001. Toutefois, les études utilisant des hybrides de cette variété sont utiles car elles permettent d'évaluer les risques que peut présenter la toxine Bt exprimée dans le pollen pour la survie et le développement du monarque. Des études ont démontré que l'exposition des chenilles de monarque aux hybrides de la variété 176 risque de réduire la survie et le développement des premiers stades larvaires (Hansen et Obrycki, 2000; Hellmich et al., 2001). Par contre, les hybrides Bt-11 et Mon810 expriment moins de 0,09 Fg de protéine Cry1A(b) par gramme de pollen (EPA, 2000b), et le risque qu'ils présentent pour les monarques devraient donc être moindre. Nous avons procédé à une série de bioessais en laboratoire prévoyant l'exposition de chenilles de monarque du premier stade à des feuilles d'asclépiade contenant du pollen de maïs Bt-176 et Bt 11 et de maïs non Bt, ainsi qu'à des feuilles sans pollen. |
II. Méthodes
Bioessai du maïs Bt-176
Collecte et entreposage du pollen : Pendant la période de libération maximale du pollen (période de cinq jours s'étendant du 15 au 22 juillet 1999, selon l'emplacement de la parcelle), nous avons récolté des échantillons de pollen en agrafant des sacs en papier au-dessus de la panicule de 100 plants de maïs choisis au hasard dans chacun des neuf sites étudiés. Après 24 heures, nous avons retiré les sacs et prélevé les panicules de chaque plant. De retour au laboratoire, nous avons secoué les panicules afin de recueillir le pollen et les anthères, et scellé le tout dans des contenants en plastique translucides que nous avons entreposés à -80°C. En prévision des dosages, nous avons tamisé le pollen pour le débarrasser des panicules et des anthères, et l'avons remisé dans des fioles en verre de 4 ml. Nous avons également examiné les feuilles d'asclépiade recueillies pendant l'étude sur le terrain afin de vérifier la présence de pollen ou d'autres tissus entiers ou fragmentés de maïs. Seuls du pollen et des anthères intactes ont été trouvés sur les feuilles d'asclépiade provenant des champs de maïs; aucun autre fragment de tissu ou d'anthère n'a été découvert. Nous avons constaté que les jeunes chenilles sont trop petites pour consommer des anthères entières, tandis que les chenilles de plus grande taille écartent généralement les anthères qu'elles trouvent sur leur chemin pour continuer à se nourrir des tissus foliaires. Il est essentiel que les bioessais reproduisent fidèlement les conditions auxquelles les chenilles de monarque sont exposées dans le milieu naturel. Il a été clairement démontré que la présence de tissus de maïs dans les échantillons de pollen risque d'influer sérieusement sur les résultats des bioessais en provoquant une mortalité n'ayant aucun rapport avec les taux normalement observés dans le milieu naturel (Hellmich et al., 2001).
Préparation des bioessais : Nous nous sommes procuré des monarques adultes chez un éleveur spécialisé (Swallowtail Farms, Carmichael, CA) et les avons placés dans des cages d'accouplement contenant des plants d'asclépiade en pot (Asclepias curassavica). Nous avons ensuite prélevé les chenilles du premier stade (âgées de moins de 24 heures) issues des oeufs déposés sur ces plants. Une cohorte de 10 chenilles a été pesée puis transférée à l'aide d'un pinceau en poil de chameau sur la face supérieure d&'une feuille excisée d'asclépiade (A. syriaca) préalablement enduite d'une quantité connue de pollen. L'application du pollen a été réalisée à l'aide d'une colonne de Potter dont nous avions remplacé la buse (qui sert normalement à la pulvérisation d'un insecticide) par un panier grillagé couplé à un entonnoir en verre. À l'aide de ce dispositif, nous avons pulvérisé le pollen à travers le grillage en faisant passer un jet d'air par l'entonnoir, et nous avons ainsi obtenu une dispersion uniforme du pollen sur une feuille d'asclépiade placée au fond de la colonne. Les chenilles ont été réparties en trois groupes de traitement - pollen Bt (Bt-176 d'hybrides Max357, Novartis Seeds, Inc.), pollen non Bt (EnerFeast 1, Novartis Seeds Inc.) ou feuille sans pollen (témoins) - et exposées à des doses de 0, 133, 541, 2 379, 5 486 et 8 525 grains/cm2. Chaque feuille a été placée dans une enceinte ventilée en plastique, et toutes les enceintes ont été conservées dans des chambres de croissance réglées à 20 °C et à 60 % d'humidité relative sous une photopériode de 16:8 pendant toute la durée de l'expérience. Après exposition des chenilles au pollen pendant 48 heures, les feuilles contaminées ont été remplacées par des feuilles exemptes de pollen.
Le taux de survie, la vitesse de développement, le gain pondéral et la consommation des chenilles ont été notés tout au long du bioessai. La consommation et le nombre de sites d'alimentation ont été mesurés grâce à une image numérisée de la feuille créée à l'aide d'une caméra vidéo noir et blanc XC-75CE munie d'une lentille télé Cosmicar/Pentax 16 mm. Le traitement des données a été réalisé à l'aide du logiciel Northern Exposure 2.93 (Empix Imaging Inc.).
Bioessai du maïs Bt-11
Collecte et entreposage du pollen : Les bioessais ont été réalisés avec du pollen de maïs Bt-11 (Novartis N27M3) et de maïs non Bt isoligne (Novartis N26L6) recueilli au champ. Des sacs à panicules (Lawson 404 Showerproofed, Northfield, IL) ont été installés à partir de 17 h sur 300 plants de maïs Bt et non Bt parvenus à l'étape de libération du pollen, puis retirés le matin suivant à 10 h. Le contenu des sacs a été vidé sur des plateaux séparés selon la variété de maïs d'origine, étendu et mis à sécher pendant 48 heures dans un endroit frais, sec et abrité de la lumière (10 °C et 48 % d'humidité relative). Nous avons ensuite procédé à un double tamisage à l'aide de tamis (Canadian Forestry Equipment, Mississauga, Ont.) de 150 mesh (90 micromètres) et de 250 mesh (63 micromètres) afin d'éliminer tous les débris de panicules. Le pollen ainsi tamisé a été entreposé à -80 °C dans des fioles en verre.
Préparation en vue des bioessais : Les bioessais se sont déroulés conformément à la méthodologie décrite précédemment. Six doses de pollen Bt et non Bt (150, 300, 750, 1 100, 1 500 et 4 000 grains/cm2) ont été appliquées sur des feuilles entières d'asclépiade (Asclepias syriaca). Chaque bioessai a été répété 4 fois, et 12 répétitions témoins ont été réalisées avec des feuilles entières exemptes de pollen.
En outre, nous avons réalisé un deuxième bioessai à la densité de 1 500 grains/cm2 en utilisant les mêmes types de pollen et la même méthodologie, mais en prolongeant la durée d'exposition à 5 jours.
Pour le maïs Bt-176, nous avons analysé les paramètres suivants : survie, développement et consommation des chenilles après 48 et 96 heures, et gain pondéral proportionnel (final/initial) après 96 heures. Pour le maïs Bt-11, l'analyse a porté sur les paramètres suivants : survie et développement des chenilles après 48 heures, 96 heures et 10 jours, gain pondéral proportionnel après 96 heures et 10 jours, et consommation et nombre de sites d'alimentation après 48 et 96 heures. Pour le deuxième bioessai utilisant le maïs Bt-11 (exposition de 5 jours), nous avons examiné les paramètres suivants : taux de survie, développement et gain pondéral proportionnel après 5 et 10 jours, et consommation et nombre de sites d'alimentation après 5 jours. Nous avons soumis les données recueillies à une analyse de la variance (PROC GLM, SAS, 1991), et nous avons vérifié la normalité et l'homogénéité des variances à l'aide du test de corrélation des rangs de Spearman et du test W de Shapiro-Wilk. Des comparaisons par paire utilisant les contrastes orthogonaux ont été réalisées pour la dose de pollen la plus faible ou la plus élevée lorsque les interactions étaient significatives.
III. Résultats
Bioessai du maïs Bt-176
Le type et la concentration de pollen ont influé sur la survie des chenilles [48 heures : pollen, F = 39,39, d.l. = 1,30, p < 0,0001; concentration, F = 32,3, d.l. = 1,30, p < 0,0001; 96 heures : pollen, F = 22,64, d.l. = 1,27, p < 0,0001; concentration, F = 25,75, d.l. = 1,27, p < 0,0001]. Un effet concentration*concentration*pollen a également été observé après 96 heures [F = 9,32, d.l. = 1,27, p < 0,005], ce qui donne à croire que les courbes dose-réponse différaient selon le type de pollen. La réponse quadratique était significative [p < 0,01] pour le pollen Bt, tandis qu'elle approchait le seuil de signification [p = 0,067] pour le groupe exposé au pollen non Bt. Une comparaison par paire utilisant les contrastes a été réalisée pour la concentration la plus faible (133 grains/cm2), mais elle n'a révélé aucune différence significative quant au taux de survie (p = 0,3739). Le type et la concentration de pollen ont également influé sur le développement, le gain pondéral et la consommation des chenilles, même si aucune interaction n’a été relevée [(développement : 48 heures : pollen, F = 5,5, d.l. = 1,25, p < 0,05, concentration, F = 5,83, d.l. = 1,25, p < 0,05; 96 heures : pollen, F = 9,12, d.l. = 1,25, p < 0,01, concentration, F = 8,49, d.l. = 1,25, p < 0,01) (gain pondéral : 96 heures : pollen, F = 8,01, d.l. = 1,26, p < 0,01, concentration*concentration, F = 4,32, d.l. = 1,26, p< 0,05) (consommation : 48 heures : pollen, F = 34,30, d.l. = 1,30, p < 0,0001, concentration*concentration, F = 12,07, d.l. = 1,30, p < 0,005; 96 heures : pollen, F = 4,45, d.l. = 1,29, p < 0,05, concentration, F = 3.6, d.l. = 1,29, p = 0,068)]. Globalement, l'exposition au pollen Bt-176 a retardé le développement et réduit le gain pondéral et la consommation des chenilles, comparativement à l'exposition au pollen non Bt. Les mêmes effets ont été observés avec des concentrations croissantes de pollen, sans égard au type de pollen. Enfin, le pollen Bt a provoqué une baisse de la survie à toutes les concentrations sauf la plus faible. La figure 8 illustre les résultats observés après une exposition de 96 heures.
Bioessai du maïs Bt-11
Aucune différence n'a été observée quant au taux de survie pendant toute la durée de la période d'exposition. La concentration du pollen a influé sur le développement après 48 heures [concentration*concentration, F = 6,45, d.l. = 1,34, p < 0,05], mais cet effet n'était ni curviligne, ni significatif après 96 heures. Après 10 jours, une interaction pollen*concentration significative [F=4,16, d.l. = 1,54, p < 0,05] a été observée. Toutefois, aucune différence n'a été détectée entre les chenilles exposées aux concentrations les plus élevées de pollen Bt et de pollen non Bt [contraste : F = 1,11, d.l. = 1,6, p = 0,3332]. La concentration du pollen a influé sur le gain pondéral proportionnel après 4 et 10 jours [96 heures : F = 6,26, d.l. = 1,54, p < 0,05; 10 jours : F = 9,07, d.l. = 1,54, p < 0,005]. En outre, les résultats de l'interaction pollen*concentration après 4 et 10 jours s'approchaient du seuil de signification [96 heures : F = 3,44, d.l. = 1,54, p = 0,0692; 10 jours : F = 3,23, d.l. = 1,54, p < 0,0778]. Toutefois, les contrastes orthogonaux n'ont révélé aucune différence quant au gain pondéral entre les chenilles exposées au pollen Bt et celles exposées au pollen non Bt, même si l'effet s'approchait du seuil de signification au jour 4 [(jour 4 : F = 4,41, d.l. = 1,6, p < 0,0804), (jour 10 : F = 3,02, d.l. = 1,6, p < 0,1330)]. La concentration du pollen a également influé sur la consommation des chenilles pendant la période d'exposition [F = 7,21, d.l. = 1,54, p < 0,001], mais pas après 96 heures, et aucune différence n'a été relevée quant au nombre de sites d'alimentation à l'un ou l'autre des temps d'échantillonnage. La figure 9 illustre les résultats enregistrés après 96 heures, tandis que la figure 10 présente les résultats obtenus pour le développement et le gain pondéral après 10 jours.
Enfin, 5 ou 10 jours après le début de la période d'exposition, nous n'avons observé aucune différence au plan de la survie, du développement, du gain pondéral, de la consommation ni du comportement d'alimentation (nombre de sites d'alimentation) entre les chenilles du premier stade exposées pendant 5 jours à des feuilles d'asclépiade enduites de pollen Bt-11 ou de pollen non Bt à raison de 1 500 grains/cm2 ou à des feuilles exemptes de pollen. En fait, sous toutes ces conditions, le taux de survie s'établissait à 100 %.
IV. Conclusions
Les résultats de nos bioessais donnent à conclure que le pollen Bt-176 présente un certain risque pour les chenilles de monarque aux concentrations présentes dans les champs de maïs. Même si la survie des chenilles n'a pas été compromise à la concentration la plus faible observée (133 grains/cm2), des différences ont été relevées aux concentrations plus élevées entre les chenilles exposées au pollen Bt et celles exposées au pollen non Bt. Le gain pondéral, la vitesse de développement et la consommation chez les chenilles du premier stade exposées à du pollen Bt ont été plus faibles que chez celles qui avaient été exposées à du pollen non Bt, et ce à toutes les concentrations. Toutefois, l'exposition à de fortes concentrations de pollen , peu importe le type de pollen en cause, a également réduit également les valeurs de ces paramètres en comparaison des valeurs observées chez les chenilles exposées à de faibles concentrations de pollen ou à des feuilles exemptes de pollen. Hellmich et al. (2001) ont observé une baisse du gain pondéral chez des chenilles du premier stade exposées à des concentrations de pollen Bt aussi faibles que 8 grains/cm2.
En revanche, les bioessais réalisés avec le pollen Bt-11 n'ont révélé aucun effet nuisible, même à des concentrations très supérieures à celles observées sur le terrain. Aux concentrations les plus élevées (4 000 grains/cm2), nous avons noté une tendance à la baisse du taux de survie, du développement et du gain pondéral, mais aucune des différences n'était significative. De la même façon, aucune différence n&'a été relevée entre les chenilles exposées pendant 5 jours à des concentrations de 1 500 grains de pollen Bt/cm2 et celles élevées sur des feuilles exemptes de pollen. Nos résultats sont corroborés par ceux de Hellmich et al., (2001), qui n'ont observé aucun effet chez des chenilles du premier stade exposées pendant 4 jours à une concentration de 1 200 grains de pollen de maïs Bt-11/cm2. Nous n'avons pas considéré le pollen de la variété hybride Mon810 dans le cadre de nos études, car il présente un niveau d'expression approximativement égal à celui du pollen de la variété Bt-11 et provoque des effets similaires (Hellmich et al., 2001).
I. Introduction
Bien que les bioessais réalisés en laboratoire soient utiles pour déterminer les concentrations toxiques et sublétales du pollen, ils ne permettent pas d'estimer les effets des dépôts naturels de pollen sur les chenilles de monarque. Les densités de pollen requises pour provoquer un effet indésirable dans les bioessais de laboratoire sont souvent largement supérieures à celles mesurées à l'intérieur et à proximité des champs de maïs. De plus, les expériences effectuées en laboratoire occultent les aspects plus subtils de l'interaction des chenilles de monarque avec leur environnement naturel, en particulier la possibilité, pour les chenilles, de choisir des feuilles d'asclépiade moins contaminées ou la dégradation rapide de la toxine sous l'effet du rayonnement ultraviolet naturel. Par contre, il est possible que la survie et la croissance des chenilles soient plus limitées sur des plantes entières poussant en milieu naturel que sur des feuilles coupées utilisées en laboratoire et dont la circulation du latex et la teneur en cardénolide sont réduites (Zalucki et Malcolm, 1999). Le papillon du céleri (Papilio polyxenes) est un autre lépidoptère non visé dont la plante hôte vit à proximité des champs de maïs. Un bioessai réalisé sur le terrain avec des chenilles du premier stade larvaire de ce papillon a démontré qu'il n'y avait aucun rapport entre la mortalité des chenilles et la proximité des plants de maïs ou le dépôt de pollen sur la plante hôte. En outre, même l'exposition de ces chenilles à des concentrations de pollen 50 fois supérieures aux densités les plus élevées observées sur le terrain n'a pas entraîné une hausse de la mortalité (Wraight et al., 2000). Alors que les études en laboratoire peuvent fournir une indication des risques que peut poser le pollen de maïs Bt pour les espèces non visées, les bioessais effectués sur le terrain permettent de replacer ce risque dans sa juste perspective en tenant compte des conditions naturelles.
Nous avons effectué un bioessai sur le terrain avec des chenilles de monarque des premier et troisième stades afin de déterminer les effets du pollen de maïs Bt-11 déposé sur des plants d'asclépiade croissant à l'intérieur et à l'extérieur des champs de maïs sur la survie, le développement, le gain pondéral et la consommation des chenilles, la date de la nymphose, le poids des chrysalides, le temps écoulé jusqu'à l'émergence des adultes ainsi que le poids et l'envergure des adultes.
II. Méthodes
Les bioessais sur le terrain se sont déroulés pendant la période de libération du pollen dans 6 champs de maïs du comté de Wellington, dans le centre-sud de l'Ontario (Canada). Nous avons choisi trois parcelles de maïs non Bt (Limagrain Pride 177, Hyland 2240, Novartis 4064NK) et trois parcelles de maïs Bt-11 (Novartis N2555 et N27M3) satisfaisant aux critères suivants : présence d'un nombre important de plants d'asclépiade à l'intérieur et sur les bords des parcelles ainsi que dans le voisinage immédiat, et parcelles distantes de plus de 150 m des autres parcelles de maïs. Les parcelles étaient en général petites (entre 12 et 43 acres) et avaient été ensemencées au cours de la première semaine de mai (sauf une qui avait été ensemencée au cours de la dernière semaine de mai) à raison de 28 000 à 30 000 grains/ha.
Avant la période de libération du pollen, des plants d'asclépiade (Asclepias syriaca) ont été marqués le long de 8 transects tracés à 3 distances du bord des parcelles : du côté intérieur, à 1-2 m du bord (moyenne 1,15 m ± 0,06), et du côté extérieur, à 0-1 m (moyenne 0,58 m ± 0,04) et à 4,5-6,5 m du bord (moyenne 5,18 m ± 0,14). Une parcelle témoin contenant 8 plants d'asclépiade a été circonscrite dans une zone non cultivée pour chacune des 3 paires de parcelles Bt/non Bt. Pour éviter la contamination des parcelles témoins par le pollen, nous avons veillé à ce qu'elles soient situées à au moins 150 m de tout champ de maïs adjacent. En général, les asclépiades choisies étaient en bonne santé, n'avaient pas été trop endommagées par les herbivores et mesuraient environ 70 cm de hauteur.
Les 8 transects d'asclépiades tracés dans les champs de maïs et les 8 plants de la parcelle témoin ont été répartis en alternance entre le premier et le deuxième bioessai. Le premier bioessai a été effectué après six jours de libération du pollen avec des chenilles du premier stade, et le second après 11 jours de libération du pollen avec des chenilles du troisième stade. Des essais préliminaires réalisés avec des plants d'asclépiade protégés par une cage et d'autres non protégés ont démontré qu'il était essentiel d'abriter les plants à l'aide d'une cage afin de protéger les chenilles des prédateurs pendant les bioessais. Nous avons utilisé à cette fin des filets tubulaires en tissu diaphane dont une des extrémités était attachée solidement à la tige, à la base du plant, et l'autre fixée à l'extrémité d'une potence en bois d'un mètre de hauteur installée à côté de chaque plant avant le début de la période de libération du pollen. Des cerceaux métalliques fixés à l'intérieur des filets tubulaires près de chacune des extrémités maintenaient ces derniers bien tendus et les empêchaient de toucher aux plants. Afin d'éviter de faire tomber les grains de pollen déposés sur les feuilles durant la libération du pollen, nous avons installé les cages à la base des plants avant le début de la période de libération du pollen en vue de les remonter et de les fixer à leur potence au début du bioessai.
Nous avons visité les parcelles quotidiennement afin de déterminer le premier jour de libération du pollen. Toutes les parcelles et zones témoins étaient équipées de thermomètres (série HOBO Pro, Onset Computer Corp., Pocasset, MA) et de pluviomètres relevés chaque jour. Après 6 et 11 jours de libération de pollen durant le premier et le deuxième bioessais, respectivement, nous avons placé à l'aide d'un pinceau en poils de chameau une cohorte de 5 chenilles au centre de la cinquième feuille à partir du haut de chaque plante, puis remonté et fixé les filets à leur potence. Nous avons également installé des feuilles d'acétate sur le dessus des cages tubulaires afin de protéger les plants contre la pluie et de prévenir le dépôt d'autres grains de pollen pendant le bioessai. Les chenilles utilisées dans le premier bioessai étaient âgées de moins de 24 heures, tandis que celles employées dans le deuxième bioessai avaient atteint le troisième stade depuis moins de 24 heures. Nous avons départagé au sein de chaque cohorte les chenilles plus jeunes ou plus vieilles d'après leur taille relative en vue de les répartir également dans les deux cohortes. À l'aide d'une balance Mettler AT250, nous avons mesuré le poids (en milligrammes) de chaque cohorte de 5 chenilles au début du bioessai, de même que le poids de chaque chenille. Les cohortes ont été réparties au hasard sur les plants expérimentaux.
Après 5 jours (c'est-à-dire 11 et 16 jours après le début de la période de libération du pollen durant le premier et le deuxième bioessais, respectivement), nous avons retiré les filets et noté le nombre et le stade des chenilles présentes sur les plants. Pour estimer la superficie foliaire consommée et la dose de pollen ingérée par les chenilles au cours du premier bioessai, nous avons prélevé les feuilles endommagées par ces dernières. En raison de l'étendue des dommages causés aux feuilles par les chenilles du troisième stade au cours du deuxième bioessai, nous n'avons pas été en mesure d'estimer la consommation totale, mais nous avons prélevé une feuille aux tiers supérieur, médian et inférieur des plants en vue d'estimer la dose de pollen absorbée. Pour éviter la chute des grains de pollen déposés sur ces feuilles, nous avons placé ces dernières entre deux bandes de papier autocollant (ConTact7, Decora Manufacturing, North Ridgeville, OH). Nous avons placé les chenilles survivantes de chaque cohorte sur des feuilles d'asclépiade fraîches dans un contenant ventilé en plexiglass de 17 × 12 × 8 cm en vue de les ramener au laboratoire pour les élever jusqu'au stade adulte à 24 °C, sous une photopériode de 16:8. Nous avons noté le poids de chaque cohorte et de chaque chenille 24 heures après leur collecte sur le terrain. Les feuilles d'asclépiade ont été remplacées quotidiennement jusqu'à la nymphose. Pour chaque individu, la date de la nymphose a été notée, et le poids de la chrysalide a été déterminé 2 jours plus tard. De la même façon, nous avons noté la date d'émergence de chaque papillon et, un jour plus tard, mesuré son envergure et son poids, noté son sexe, puis vérifié la présence de la microsporidie parasite Ophryocystis elektroscirrha.
Pour mesurer la superficie foliaire consommée, nous avons placé les feuilles endommagées devant une source lumineuse et produit une image numérique des dommages causés par les chenilles à l'aide d'une caméra vidéo noir et blanc XC-75CE munie d'une lentille télé Cosmicar/Pentax de 16 mm. La superficie consommée a été déterminée à l'aide d'un logiciel d'analyse de l'image (Northern Exposure 2.9e, Empix Imaging, Inc.). Les densités de pollen (grains/cm2) ont été mesurées sur des feuilles prélevées aux tiers supérieur, médian et inférieur des plants utilisés pour les deux bioessais. La majorité des grains de pollen sont demeurées collés sur les bandes de papier autocollant lorsque ces dernières ont été retirées des feuilles. Les grains de pollen ont été colorés à la fuchsine acide (Sigma-Aldrich, Oakville, Ont.) en vue du dénombrement. Nous avons réalisé les dénombrements dans 5 quadrats de 1 cm2 délimités sur les bandes autocollantes protégeant les feuilles du tiers supérieur et inférieur, puis sur les faces supérieure et inférieure des feuilles elles-mêmes. Nous avons ensuite additionné ces résultats pour obtenir la densité totale du pollen présent sur les faces supérieure et inférieure de chaque feuille.
III. Résultats
La distance moyenne des plants répartis le long des trois transects par rapport au bord des parcelles de maïs s'établissait comme suit : -1,15 ± 0,06 m à l'intérieur, et 0,58 ± 0,04 m et 5,18 ± 0,14 m à l'extérieur. Les densités du pollen déposé sur les feuilles étaient identiques pour les deux types de maïs (Bt ou non Bt), mais elles diminuaient sensiblement en fonction de la distance par rapport au bord de la parcelle au jour 6 (F = 14,0; d.l. = 2,56; p < 0,0001) et au jour 11 (F = 70,51; d.l. = 1,62; p < 0,0001) de l'anthèse (figure 11). Les intervalles de la densité du pollen aux trois distances (-1 m à l'intérieur des parcelles et < 1 m et 5 m à l'extérieur des parcelles) s'établissaient respectivement à 1,5-309, 0-176 et 0-75 grains/cm2 au jour 6, et à 3,3-429, 0,2-320 et 0,8-50 grains/cm2 au jour 11. Les résultats d'une étude concurrente au cours de laquelle des échantillons de feuilles ont été prélevés dans les mêmes parcelles au jours 6 et 11 portent à croire que le filet et la feuille d'acétate placés au-dessus des plants ont empêché l'accumulation de grains de pollen supplémentaires (données inédites). Des densités moyennes de pollen de 1,43 ± 0,3 et de 1,33 ± 1,0 grains/cm2 ont été trouvées aux jours 6 et 11 sur les feuilles des plants témoins. La présence de pollen sur ces plants résultait probablement d'une contamination survenue lors du prélèvement des feuilles.
Ni le type de maïs (Bt ou non Bt) ni l'emplacement des plantes n'ont influé sur le taux de survie ou l'état de santé des chenilles des premier et troisième stades pendant la période d'exposition sur le terrain ou au cours des stades de développement ultérieurs. En comparaison des valeurs enregistrées dans les parcelles de maïs non Bt, nous avons relevé une tendance non significative à l'augmentation du gain pondéral et à l'accélération du développement à l'intérieur et à proximité des parcelles de maïs Bt. Cette tendance s'explique par des différences de température entre les parcelles. Les températures moyennes mesurées dans les parcelles de maïs Bt et non Bt pendant la période d'exposition s'élevaient respectivement à 19,6 ± 0,85 °C et 17,2 ± 3,1 °C au jour 6, et à 18,3 ± 1,6 °C et 16,7 ± 1,7 °C au jour 11. Les effets de l'exposition au pollen Bt et non Bt observés lors des premier et deuxième bioessais sont présentés aux tableaux 7 et 8, respectivement. Aucune différence significative du taux de survie ni du temps de développement jusqu'au stade adulte n'a été relevée au cours de ces deux bioessais entre les chenilles placées sur des plants dans les parcelles de maïs et celles placées sur des plants témoins à plus de 150 m de tout champ de maïs adjacent (tableaux 9 et 10).
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Moyenne (± É.-T.) |
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Paramètre mesuré |
Bt-11 |
Non Bt |
Fa |
P |
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| % de survie sur le terrain | 84,4 ± 3,8 | 80,6 ± 3,4 |
0,64 |
0,4695 |
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| Consommation/chenille (cm2) | 1,7 ± 0,3 | 0,97 ± 0,1 |
1,28 |
0,3216 |
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| Développementb | 2,4 ± 0,1 | 2,1 ± 0,1 |
0,87 |
0,403 |
|
| Gain pondéral/chenillec | 20,4 ± 1,1 | 15,6 ± 1,8 |
1,03 |
0,3682 |
|
| % de survie à la nymphose | 59,4 ± 5,1 | 57,4 ± 6,2 |
0,18 |
0,7025 |
|
| Nbre de jours jusqu'à la nymphosed | 16,1 ± 0,3 | 16,3 ± 0,3 |
0,97 |
0,398 |
|
| Poids de la chrysalide (mg) | 1 280 ± 24,5 | 1 246 ± 37,1 |
0,25 |
0,6498 |
|
| % d'émergence | 80,0 ± 6,0 | 95,2 ± 2,3 |
5,83 |
0,0731 |
|
| Poids de l';adulte (mg) | 534,1 ± 12,2 | 522,2 ± 13,2 |
1,38 |
0,3249 |
|
| Envergure de l'adulte (mm) | 52,7 ± 0,44 | 52,0 ± 0,6 |
0,22 |
0,6719 |
|
aAnalyse de variance; d.l. = 1,4 pour les mesures sur le
terrain; d.l. = 1,3 pour les mesures en laboratoire.
bDéveloppement = stade moyen au jour 5/stade moyen au
jour 0.
cGain pondéral/chenille = gain pondéral
proportionnel sur le terrain (poids au jour 6/poids au jour 0).
dNombre de jours écoulés entre le début de la
période d'exposition et la nymphose.
|
Paramètre mesuré |
Moyenne (± É.-T.) |
||||
|
Bt-11 |
Non Bt |
Fa |
P |
||
| % de survie sur le terrain | 91,7 ± 2,0 | 87,8 ± 2,8 |
0,66 |
0,4635 |
|
| Développementb | 4,2 ± 0,1 | 4,0 ± 0,04 |
1,77 |
0,2544 |
|
| Gain pondéral/chenillec | 15,1 ± 0,9 | 10,8 ± 1,5 |
1,17 |
0,3398 |
|
| % de survie à la nymphose | 73,3 ± 3,4 | 63,3 ± 6,2 |
0,45 |
0,5503 |
|
| Nbre de jours jusqu'à la nymphosed | 11,6 ± 0,2 | 12,1 ± 0,4 |
0,22 |
0,6705 |
|
| Poids de la chrysalide (mg) | 1 201 ± 24,7 | 1 147 ± 34,6 |
0,12 |
0,7484 |
|
| % d'émergence | 80,2 ± 3,7 | 76,2 ± 6,1 |
0 |
0,9717 |
|
| Poids de l'adulte (mg) | 474,9 ± 11,1 | 467,8 ± 15,4 |
0,04 |
0,8628 |
|
| Envergure de l'adulte (mm) | 50,9 ± 0,4 | 49,8 ± 0,5 |
1,32 |
0,3341 |
|
aAnalyse de variance; d.l. = 1,4 pour les mesures sur le
terrain; d.l. = 1,3 pour les mesures en laboratoire.
bDéveloppement = stade moyen au jour 5/stade moyen au jour
0.
cGain pondéral/chenille = gain de poids proportionnel sur le
terrain (poids au jour 6/poids au jour 0).
dNombre de jours écoulés entre le début de la
période d'exposition et la nymphose.
|
Paramètre mesuré |
Moyenne (± É.-T.) |
|||||
|
Bt-11 |
Non Bt |
Témoin |
Fa |
P |
||
| % de survie sur le terrain | 81,7 ± 8,7 | 80,0 ± 5,4 | 71,7 ± 8,3 |
1,35 |
0,3288 |
|
| Consommation/chenille (cm2) | 1,4 ± 0,3 | 1,0 ± 0,2 | 0,8 ± 0,2 |
2,26 |
0,186 |
|
| Développementb | 1,3 ± 0,1 | 0,9 ± 0,2 | 0,8 ± 0,1 |
2,27 |
0,185 |
|
| Gain pondéral/chenillec | 19,8 ± 2,0 | 15,4 ± 2,6 | 10,5 ± 2,5 |
1,06 |
0,4167 |
|
| % de survie à la nymphose | 70,9 ± 8,7 | 55,0 ± 11,8 | 40,0 ± 11,3 |
2 |
0,2489 |
|
| Nbre de jours jusqu'à la nymphosed | 15,6 ± 0,3 | 16,7 ± 0,4 | 16,5 ± 0,3 |
2,89 |
0,1464 |
|
| Poids de la chrysalide (mg) | 1 294,7 ± 34,3 | 1 213,3 ± 75,9 | 1 304,4 ± 63,5 |
0,75 |
0,5181 |
|
| % d'émergence | 86,2 ± 6,5 | 97,1 ± 2,9 | 97,1 ± 2,9 |
1,55 |
0,2998 |
|
| Poids de l'adulte (mg) | 533,6 ± 15,6 | 544,8 ± 26,9 | 535,2 ± 23,8 |
0,08 |
0,9265 |
|
| Envergure de l'adulte (mm) | 52,4 ± 0,8 | 51,6 ± 1,2 | 53,0 ± 1,1 |
0,27 |
0,7711 |
|
aAnalyse de variance; d.l. = 2,6 pour les mesures sur le terrain,
d.l. = 2,4 pour les mesures en laboratoire.
bDéveloppement = stade moyen au jour 5/stade moyen au jour
0.
cGain pondéral/chenille = gain de poids proportionnel sur le
terrain (poids au jour 6/poids au jour 0).
dNombre de jours écoulés entre le début de la
période d'exposition et la nymphose.
|
Moyenne (± É.-T.) |
|||||||
|
Paramètre mesuré |
Bt-11 |
Non Bt |
Témoin |
Fa |
P |
||
| % de survie sur le terrain | 90,0 ± 3,0 | 90,0 ± 3,9 | 91,7 ± 3,0 |
0,04 |
0,9613 |
||
| Développementb | 0,9 ± 0,1 | 0,5 ± 0,1 | 0,7 ± 0,1 |
1,58 |
0,2816 |
||
| Gain pondéral/chenillec | 14,2 ± 1,8 | 11,2 ± 2,8 | 8,4 ± 2,1 |
0,71 |
0,5269 |
||
| % de survie à la nymphose | 68,3 ± 3,9 | 52,5 ± 9,2 | ± 14,1 |
0,28 |
0,7677 |
||
| Nbre de jours jusqu'à la nymphosed | 11,7 ± 0,5 | 12,7 ± 0,9 | 12,1 ± 0,3 |
0,16 |
0,8554 |
||
| Poids de la chrysalide (mg) | 1 182 ± 51,2 | 1 110,7 ± 73,8 | 1 065,1 ± 43,1 |
0,25 |
0,7931 |
||
| % d'émergence | 79,7 ± 7,5 | 95,2 ± 4,8 | 90,0 ± 4,8 |
1,41 |
0,3443 |
||
| Poids de l'adulte (mg) | 465,2 ± 27,5 | 442,5 ± 35,9 | 451,7 ± |
0,1 |
0,9111 |
||
| Envergure de l'adulte (mm) | 51,2 ± 0,9 | 49,5 ± 1,0 | 51,2 ± 0,9 |
1,04 |
0,4322 |
||
aAnalyse de variance; d.l. = 2,6 pour les mesures sur le terrain,
d.l. = 2,4 pour les mesures en laboratoire.
bDéveloppement = stade moyen au jour 5/stade moyen au jour
0.
cGain pondéral/chenille = gain de poids proportionnel sur le
terrain (poids au jour 6/poids au jour 0)
dNombre de jours écoulés entre le début de la
période d'exposition et la nymphose.
IV. Conclusions
Les résultats des bioessais effectués sur le terrain corroborent ceux des bioessais réalisés en laboratoire. Les concentrations de pollen mesurées au champ n'étaient pas suffisantes pour influer d'une manière significative sur la survie ou la croissance des chenilles des premier et troisième stades pendant la période d'exposition ou des stades de développement subséquents. Des différences de sensibilité à la toxine Bt entre différents stades ont déjà été observées chez le monarque (Oberhauser et al., données inédites) et d'autres espèces (Peacock et al., 1998). Cependant, dans l'étude ontarienne, ni les chenilles du premier stade ni celles du troisième stade n'ont été incommodées après avoir été exposées au pollen d'hybrides Bt-11 à des concentrations de 59 ± 10,9 et de 94,1 ± 23,0 grains/cm2, respectivement. Ces concentrations de pollen Bt-11 n'ont pas influé non plus sur l'état de santé des adultes : les chenilles élevées dans des parcelles de maïs Bt-11 ou de maïs non Bt et celles élevées sur des asclépiades sans pollen ont donné des adultes de poids et de tailles comparables au terme d'une période de développement similaire. Ces résultats confirment ceux d'autres études qui ont démontré que même si les chenilles présentent des effets sublétaux après avoir été exposées à la toxine Bt, les stades subséquents ne montrent souvent aucun effet (Hanson et Obrycki, 2000, Peacock et al., 1998). Ces résultats corroborent également ceux d'une expérience réalisée avec du pollen de maïs sucré Bt-11 (Stanley-Horn et al., 2001), qui a révélé qu'une exposition d'une durée de 4 jours des chenilles à diverses concentrations de pollen pouvant atteindre 586 grains/cm2 n'a eu aucun effet ni sur la survie ni sur le développement subséquent des monarques. Les effets nuisibles observés par Hanson et Obryicki (2000) chez des chenilles du premier stade exposées en laboratoire à une concentration de 135 grains/cm2 de pollen de maïs Bt-11 pourraient avoir été causés par la contamination de l'échantillon avec des débris de panicules, car le pollen utilisé dans le cadre de cet essai n'avait pas été filtré (voir Hellmich et al., 2001). Par ailleurs, il convient de noter que la période d'exposition utilisée dans le cadre de nos bioessais s'établissait à 5 jours, alors qu'en milieu naturel, les chenilles qui éclosent au début de l'anthèse risquent d'être exposées à la protéine CryIAb du pollen pendant plus longtemps. Un exposition continue risque donc d'entraîner des effets sublétaux ou létaux. Il a déjà été démontré que la durée d'exposition est un facteur critique de la toxicité du Bt (Fast et Régnière, 1984).
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