ISOLEMENT DE CAMPYLOBACTER THERMOPHILE DANS LES ALIMENTS

D. Medeiros et L. Hofmann
Division de la recherche – Microbiologie
Bureau des dangers microbiens, Direction des aliments
Repère postal : 2204A2
Ottawa, K1A 0L2
Courriel : Lisa_Hofmann@hc-sc.gc.ca

1. APPLICATION

Cette méthode peut servir à déterminer la présence dans les aliments de bactéries thermotolérantes et microaérophiles du genre Campylobacter pour déterminer si les aliments en cause sont conformes aux articles 4 et 7 de la Loi sur les aliments et drogues. Cette méthode révisée remplace la méthode MFLP-46 datée de juillet 1998.

2. PRINCIPE

La méthode comporte quatre étapes. La manipulation initiale de l’aliment à l’étape de l’enrichissement varie selon le type d’aliment analysé.

2.1 Enrichissement en milieu sélectif

On commence par ensemencer l’aliment sur un milieu d’enrichissement sélectif conçu pour ralentir ou inhiber la multiplication de micro-organismes rivaux tout en favorisant celle de micro-organismes du genre Campylobacter.

2.2 Formation de colonies sur des géloses sélectives

On ensemence des cultures enrichies de façon sélective sur des géloses sélectives mises au point spécifiquement pour isoler et identifier les micro-organismes du genre Campylobacter. On identifie avec plus de précision les colonies dont on soupçonne la présence en examinant leur morphologie caractéristique et leur motilité au moyen d’un microscope à contraste de phase.

2.3 Purification

On purifie les isolats sur une gélose au sang ou au charbon sélective appropriée.

2.4 Identification

On identifie les colonies soupçonnées d’appartenir au genre Campylobacter au moyen de réactions biochimiques, d’après leur tolérance à certains produits chimiques et antibiotiques et en fonction de la plage de températures auxquelles elles se reproduisent. Des réactions biochimiques permettent de déterminer plusieurs biotypes. On a mis au point des méthodes de sérotypage qui permettent d’identifier les antigènes thermolabiles (méthode de Lior) et les antigènes thermostables (méthode de Penner), mais les antisérums nécessaires ne sont pas facilement disponibles. Lorsqu’il faut effectuer des sérotypages, on peut envoyer les cultures au Laboratoire de lutte contre la maladie de Santé Canada à Winnipeg (Manitoba). Diverses méthodes rapides d’identification du genre Campylobacter à base d’acide nucléique et d’anticorps sont disponibles dans le commerce (9.1, 9.2, 9.4).

3. DÉFINITIONS

Voir l’annexe A du volume 3

4. PRÉLÈVEMENT DES ÉCHANTILLONS

4.1 Échantillonnage

Voir l’annexe B du volume 3.

4.1.1 Garde et expédition

Il faut déposer les unités d’échantillonnage à garder et à expédier dans des contenants hermétiques à 4 °C jusqu’au moment de l’analyse. Il faut ajouter aux échantillons de lait cru a) de la cystéine à 5% ou b) du bisulfite de sodium à 0,01% et soit du thioglycolate de sodium à 0,15%, soit une atmosphère d’azote pur. Il faut garder congelées les unités d’échantillonnage de produits congelés.

4.1.2 Pour les échantillons environnementaux, suivre la méthode MFLP-41.

5. FOURNITURES ET MATÉRIEL SPÉCIAUX

Les milieux et les réactifs suivants (1 à 10) sont disponibles sur le marché et il faut les préparer et les stériliser en suivant les instructions du fabricant. Voir aussi, à l'annexe G du volume 3 et à la référence 9.1, la formule de chaque milieu.

1. Bouillon pour Brucella
2. Gélose semi-solide pour Brucella
3. Gélose de Preston (aussi appelée base de gélose pour Campylobacter)
4. Gélose de Mueller-Hinton
5. Gélose au sang de Mueller-Hinton
6. Gélose au sang anaérobie de Wilkins-Chalgren
7. Bouillon anaérobie de Wilkins-Chalgren
8. Gélose pour Campylobacter avec charbon de bois, désoxycholate et supplément (CCDA) (Oxoid)
9. Milieu SIM
10. Réactifs au nitrate [N(1-naphthyl)-éthylènediamine.2 HCl et acide sulfanilique]
11. Chacun des produits biochimiques suivants préparés dans une base de milieux semi-solides pour Brucella : 1 % de glucose, 1 % de nitrite, 1 % de glycine et 3,5% de chlorure de sodium
12. Bouillon d’enrichissement de Park et Sanders
13. Milieu pour la recherche rapide du H2S (pour le biotypage)
14. Bandelettes d’essai pour l’oxydase ou réactif tétraméthylparaphénylènediamine·2 HCl
15. Mélange de gaz (10% de CO2, 5% de O2, 85% de N2), sachet CampyPak 2 (BBL) ou trousse de production de gaz pour Campylobacter (Oxoid) ou Anaerocult C (Merck)
16. Disques d’acide nalidixique (30µg), disques de céfalotine (30µg) (Difco) ou bandelettes d’essai E (Oxoid)
17. Hippurate de sodium
18. Azote liquide
19. Diméthylsulfoxyde
20. Peroxyde d’hydrogène
21. Bandelettes à l’acétate de plomb
22. Détecteur de fuite sous vide (Electro-Technic Products)
23. Cryotubes
24. Témoin positif (ATCC ou l’équivalent)
25. Incubateur agitateur (37 oC et 42 oC)
26. Incubateur CO₂ (37 oC et 42 oC) (facultatif)

27. Lames et lamelles de verre
28. Mélangeur, stomacher ou l’équivalent
29. Centrifugeuse réfrigérée capable de 16 000 X g.
30. Surgélateur, -70 °C
31. Microscope à contraste de phase

6. MARCHE À SUIVRE

Analyser chaque unité d’échantillonnage individuellement.

Il faut exécuter l’analyse en suivant les instructions ci-dessous :

6.1 Manipulation des échantillons

6.1.1 Voir les points 4.1.1 et 4.1.2.

6.1.2 Analyser les échantillons le plus tôt possible après leur arrivée au laboratoire, parce que les souches de Campylobacter sont extrêmement sensibles à l’oxygène, en particulier à la température de la pièce. Les souches de Campylobacter sont également fragiles aux cycles gel-dégel et à la déshydratation.

6.2 Enrichissement

6.2.1 Échantillons frais de viande crue, de porc et de volaille : Découper l’échantillon en morceaux (0,3-0,5 cm3) et déposer 25 g d’échantillon dans un flacon de 250 mL contenant 100 mL de bouillon d’enrichissement sélectif de Park et Sanders. Incuber en microaérobiose (6.4) à 37 °C pendant 3 à 4 h. Transférer le flacon dans un incubateur à 42 °C en microaérobiose pendant 24 à 48 h. On peut aussi hausser la température de l’incubateur ou utiliser un incubateur programmable qui rajuste automatiquement la température après quatre heures. Agiter le contenu du flacon pendant toutes les étapes à une vitesse de 100 à 120 cycles/min. au moyen d’un incubateur agitateur (nécessaire à l’échange gazeux pendant l’enrichissement).

6.2.2 Lait : Peser 100 g de lait dans une bouteille à centrifuger. Centrifuger à 16 000 x g pendant 20 min à 4 °C. Enlever la couche de matières grasses au moyen d’une spatule stérile et jeter les matières grasses et le liquide. Mettre le culot en suspension dans 100 mL de bouillon d’enrichissement sélectif de Park et Sanders et suivre la méthode d’incubation et d’ensemencement décrite en 6.2.1 et 6.3.

6.2.3 Coquillages et crustacés : Déposer 25 g d’échantillon dans un bocal de mélangeur ou un sac de stomacher de 400 mL et digérer ou mélanger à faible vitesse pendant 30 sec. Transférer le contenu du bocal ou du sac dans un flacon de 250 mL contenant 100 mL de bouillon d'enrichissement de Park et Sanders et suivre la méthode d'incubation et d'ensemencement décrite en 6.2.1 et 6.3.

6.2.4 Aliments congelés : Après l’avoir fait dégeler, découper l’échantillon en morceaux (0,3 à 0,5 cm3) et en déposer 25 g dans un flacon de 250 mL contenant 100 mL de bouillon d’enrichissement de Park et Sanders et suivre la méthode d’incubation et d’enrichissement décrite en 6.2.1 et 6.3.

6.2.5 Échantillons d’écouvillonnage : Transférer chaque écouvillon dans un flacon de 250 mL contenant 100 mL de bouillon d’enrichissement de Park et Sanders et suivre la méthode d’incubation et d’enrichissement décrite en 6.2.1 et 6.3.

6.3 Ensemencement

Après avoir fait incuber pendant 24 + 2 h et 48 + 2 h, ensemencer deux anses de la culture sur une gélose CCDA et une gélose de Preston. Incuber les géloses à 37 oC pendant jusqu’à 72 heures en microaérobiose.

6.4 Marche à suivre pour créer la microaérobiose

Le campylobacter thermophile est rigoureusement microaérophile et il faut en tenir compte dans les méthodes d’enrichissement et d’ensemencement. On utilise habituellement un mélange commercial de gaz comprenant 5% de O2, 10% de CO2 et 85% de N2. Pour produire un milieu en microaérobiose, on peut suivre l’une des méthodes décrites ci-dessous, selon l’équipement et le matériel dont on dispose.

1. Déposer les flacons (jusqu’à trois) ou les sacs de stomacher contenant le bouillon d’enrichissement ou les plaques de gélose dans un bocal anaérobie ou une enceinte hermétique sans catalyseur. Évacuer l’air du bocal ou de l’enceinte jusqu’à ce que la pression atteigne environ 610 à 635 mm ou 24 à 25 po de Hg. Remplir ensuite le bocal avec le mélange de gaz. Répéter toute l’opération au moins une fois. On peut déposer par la suite les bocaux ou les armoires dans un incubateur agitateur afin de maximiser l’échange gazeux.
2. Si l’on utilise des bocaux anaérobies et des enveloppes génératrices de gaz, il faut suivre les instructions du fabricant.
3. On peut faire incuber les plaques dans un incubateur à CO2 où le niveau de CO2 est réglé à 10%.

6.5 Identification

Comme milieu de conservation ou comme milieu de base pour les analyses biochimiques, employer des tubes de bouillon pour Brucella contenant de la gélose à 0,15% à 0,2% et du rouge neutre à 0,002% (milieu semi-solide pour Brucella). On peut incuber les cultures sur milieu semi-solide en aérobiose. Ne pas serrer le bouchon pour l’incubation en aérobiose. Ensemencer le milieu près de la surface (zone de 10 mm), car c’est là que Campylobacter se développe.

6.5.1 Choisir sur chacune des géloses sélectives une partie de trois colonies suspectes (lisses, convexes, translucides, incolores ou couleur crème, très petites, de 2 à 4 mm de diamètre ou, dans nombre de cas, étalées).

6.5.2 Examiner un montage en milieu humide de chaque colonie au moyen d'un microscope à contraste de phase. Les jeunes cellules de Campylobacter sont Gram-négatives, minuscules (0,2 à 0,8 µm de largeur sur 1,5 à 5 µm de longueur) et en forme de S. Leur motilité hélicoïdale est caractéristique. Les cellules de C. jejuni de plus de 72 heures ou exposées à l’air deviennent souvent cocciformes. Pour la contre-coloration, le carbolfuchsine est plus efficace que la safranine. Si l’on utilise ce dernier colorant, l’exposition peut durer 3 minutes ou plus. On peut cependant omettre la coloration de Gram.

NOTA : La culture, la morphologie cellulaire et la motilité jouent le rôle le plus crucial dans l’identification de l’organisme.

6.5.3 Prélever une partie des mêmes colonies suspectes au moyen d'une anse ou d'une aiguille à inoculer et ensemenser sur une plaque CCDA et de Mueller Hinton avec 5% de sang : chaque colonie occupe 1/5 de plaque. Incuber les plaques à 37 °C en microaérobiose pendant 1 à 2 jours et en vérifier la pureté.

6.5.4 Épreuves d'identification

1. Épreuve à la catalase : Utiliser une aiguille à inoculer pour repiquer une partie d'une colonie de la plaque CCDA incubée récemment sur une goutte de peroxyde d'hydrogène (H2O2) à 3 % déposée sur une lame propre. (Ou déposer le H202 directement sur la culture, à condition d'avoir effectué d'abord tous les autres tests). L'apparition de bulles indique une réaction positive.
2. Épreuve à l'oxydase : Utiliser une aiguille à inoculer pour déposer sur une bandelette d'oxydase une partie d'une colonie prélevée sur la plaque CCDA incubée récemment. L’épreuve à l’oxydase donne un résultat positif si la masse de cellules vire au violet foncé en 5 à 10 secondes.
3. Résistance/sensibilité à l'acide nalidixique et à la céfalotine : Ensemencer une plaque de gélose au sang de Mueller-Hinton comme tapis bactérien. Déposer sur la plaque un disque d’acide nalidixique (30 µg) et un autre de céfalotine (30 µg). Incuber les boîtes de Pétri en microaérobiose à 42 °C pendant 48 h. Après l’incubation, déterminer s’il y a une zone transparente (sans croissance) autour de l’un ou l’autre des deux disques. Une zone libre de =13 et 14 mm respectivement indique une résistance à l'acide nalidixique et à la céfalotine.

6.5.5 Autres épreuves d’identification

1. Utiliser la plaque de gélose au sang de Mueller-Hinton de l'étape 6.2.3 pour préparer une culture fraîche dans 50 mL de bouillon pour Brucella contenu dans un flacon de 250 mL. Incuber à 37 oC pendant 24 à 48 h en microaérobiose. Cette culture sert à ensemencer les six tubes suivants pour les analyses biochimiques et les tests de croissance (6.5.6b).
2. Pour chaque isolat, placer sur un support à éprouvettes au moins 6 tubes contenant chacun un milieu semi-solide différent pour Brucella (glucose, nitrate, SIM, cystéine, glycine et NaCl).
3. Ensemencer tous les tubes à la pipette Pasteur en déposant dans la partie supérieure (zone de 10 mm) plusieurs gouttes de bouillon prélevé dans la culture fraîche. Il ne faut pas ensemencer toute la masse.
4. Déposer une bandelette à l’acétate de plomb dans le tube de milieu à la cystéine. Replier le bout de la bandelette sur le col du tube et insérer le bouchon pour la maintenir en place.
5. Incuber tous les tubes en aérobiose ou en microaérobiose à 37 °C pendant 3 à 5 jours. Il ne faut pas serrer les bouchons pendant l’incubation.

6.5.5.1 Lecture des épreuves biochimiques

1. Fermentation du glucose : Une réaction positive en milieu semi-solide au glucose pour Brucella se traduit par le jaunissement du milieu (acide réagissant avec le rouge de phénol).
2. Épreuve de réduction du nitrate : Ajouter un volume égal (0,5 à 1,0 mL) des deux réactifs au nitrate dans un tube de milieu semi-solide au nitrate et mélanger. Si le milieu rougit en moins d’une minute, la réaction est positive : l’organisme produit du nitrite. S’il ne rougit pas après l'ajout de zinc en poudre, ajouter une pincée de zinc en poudre. S’il rougit, la réaction est négative. S’il ne rougit pas, le nitrate est complètement réduit en ammoniac. [Nota : a) Comme le zinc en poudre devient inactif à la longue, il faut en vérifier périodiquement l’activité au moyen d’un milieu au nitrate non ensemencé. Ajouter une pincée de poudre au milieu, mélanger et incorporer les deux solutions de nitrate. Si la poudre est encore active, le milieu rougira. b) Le nitrate peut être réduit chimiquement en nitrite dans un milieu préréduit non sans qu'il y ait multiplication microbienne. Vérifier chaque lot de milieu en mélangeant les deux réactifs d'essai au milieu non ensemencé. Si le milieu rougit, il faut l’éliminer].
3. Recherche du H2S : 1) Milieu SIM : si le milieu noircit, cela indique une forte production de H2S. 2) Milieu semi-solide à la cystéine pour Brucella avec bandelette à l’acétate de plomb : Si la bandelette noircit, cela signifie qu’il y a production de H2S. Les faibles producteurs de H2S peuvent donner une réaction positive dans ce milieu sans qu’il en soit de même dans le milieu SIM, car ce dernier est moins sensible.
4. Croissance en milieu semi-solide pour Brucella avec glycine à 1% et NaCl à 3,5% : Examiner la partie supérieure du milieu (zone de 10 mm). Si la croissance observée n’est pas distinctive, considérer le résultat comme négatif.

6.5.6 Autres épreuves pour différencier C. jejuni de C. coli et de C. lari

1. Hydrolyse de l'hippurate :

1. Déposer une anse d'une culture de 24 h prélevée sur une gélose au sang de Mueller Hinton dans une petite éprouvette à bouchon qui visse ou à bouchon de liège contenant 0,5 mL de solution stérile d'hyppurate de sodium.
2. Incuber les tubes en aérobiose pendant au moins 3 heures à 37 °C, y compris un témoin non ensemencé.
3. Recouvrir de 0,2 mL d’une solution de ninhydrine. (Ne pas mélanger.)
4. Si la culture vire au violet foncé après 5 minutes, la réaction est positive. Si elle devient légèrement bleuâtre, la réaction est considérée comme négative.

2. Épreuve au N-Oxyde de triméthylamine (TMAO) : Tester les souches qui résistent à l'acide nalidixique (où l'on soupçonne la présence de C. lari) dans un milieu de TMAO de la façon suivante :

1. Ajouter deux ou trois gouttes de culture en milieu semi-solide sur le contenu d’une éprouvette d’un milieu de TMAO et incuber à 37 °C pendant 3 à 7 jours.
2. Observer les milieux pour déterminer si les micro-organismes ont fait leur apparition au-dessous de la couche supérieure du milieu de TMAO. Le C. lari est le seul micro-organisme à se reproduire en présence de TMAO.

6.5.7 Critères d'identification

En culture pure où l'on soupçonne sa présence, Campylobacter est un bâtonnet incurvé ou en forme de « S » (parfois spiralé) Gram-négatif. Il est motile et se déplace en un mouvement hélicoïdal caractéristique. Il porte un seul flagelle polaire à l’une de ses extrémités ou aux deux. Les cellules de C. jejuni qui ont plus de 72 heures ou sont exposées à l’air prennent souvent une forme sphérique. Par ailleurs, tous les Campylobacters sp. sont oxydase-positifs, non fermentaires et n’oxydent pas les glucides.

Voici les principales épreuves à exécuter pour différencier C. jejuni, C. coli et C. lari des autres espèces de Campylobacter (voir le tableau 1).

1. On peut diviser les Campylobacter en deux groupes selon les résultats de l'épreuve de la catalase. Jeter les cultures catalase-négatives, car il s’agit de C. sputorum (ss. sputorum, ss. bubulus ou ss. mucosalis).
2. Les Campylobacter catalase-positifs peuvent être subdivisés en deux groupes d’après la température à laquelle ils se multiplient et la sensibilité aux antibiotiques (acide nalidixique et céfalotine). Les espèces catalase-positives thermotolérantes (C. jejuni, C. coli et C. lari) se reproduisent à 42 °C, mais non à 25 °C. C. jejuni et C. coli sont sensibles à l’acide nalidixique, mais résistent à la céfalotine, tandis que C. lari résiste aux deux antibiotiques. C. lari peut se multiplier dans un milieu TMAO (6.5.7), mais non C. jejuni et C. coli. Les espèces catalase-positives non thermotolérantes (C. fetus ss. fetus et C. fetus ss venerialis) se reproduisent à 25 °C, mais non à 42 °C. Elles résistent à l'acide nalidixique et sont sensibles à la céfalotine.

6.5.8 Biotypage de C. jejuni, C. coli et C. lari

1. Hydrolyse de l'hippurate :

Voir 6.5.6

2. Recherche rapide du H2S :

1. Mettre doucement en suspension, dans le tiers supérieur du milieu de recherche rapide de H2S, une masse importante d’inoculum (anse de 5 mm) provenant d’une culture de 24 h.
2. Ne pas mélanger.
3. Incuber à 37 0C pendant 2 h dans un bain-marie.
4. Le noircissement autour de la masse bactérienne, qui apparaît habituellement en moins de 30 à 45 min, indique qu’il y a réaction positive.

3. Épreuve de l'hydrolyse de l'ADN

1. Utiliser une anse de 3 mm pour ensemencer une culture de 24 à 48 h en un cercle (diamètre de 5 mm) sur de la gélose à l’ADN et au bleu de toluidine en appuyant sur la gélose l'anse qui contient l'inoculum.
2. Incuber en microaérobiose à 42 à 43 oC pendant 24 à 48 h.
3. La formation d'une zone claire incolore ou rosâtre autour de l'inoculum indique que la réaction est positive.

6.5.9 Sérotypage

Voir la section 2.4

Épreuves rapides

On a mis au point des épreuves immunologiques rapides comme les épreuves d'agglutination au latex, les systèmes d'immunofluorescence enzymatique et l'hybridation de l'ADN (9.1, 9.2, 9.4).

7. CONSERVATIONS DES CULTURES

On peut préparer et conserver les cultures-mères par les méthodes suivantes :

7.1 Milieu semi-solide

1. Ensemencer la couche supérieure (10 mm) d’un milieu semi-solide pour Brucella au moyen d’un inoculum épais et incuber à 37 °C en aérobiose.
2. Garder dans l'incubateur à 37 °C et repiquer toutes les semaines ou lorsque le milieu a presque complètement jauni.

7.2 Conservation des cultures au congélateur

Milieu de glycérol-peptone à -70 °C :

1. À partir d’une culture de 24 h, préparer une suspension épaisse de bactéries dans 1 à 2 mL de milieu au glycérol-peptone.
2. Mélanger soigneusement et verser de 0,3 à 0,5 mL dans des fioles à cryogénie.
3. Conserver la culture à -70 °C (la viabilité reste excellente après plusieurs années).

7.3 Méthode à l'azote liquide :

1. Préparer une suspension épaisse dans un bouillon pour Brucella à partir d'une culture de 24 à 48 h prélevée sur une plaque de gélose au sang de Mueller Hinton; déposer 0,5 mL de suspension dans un tube (12,5 x 43 mm) conçu pour être plongé de l'azote liquide, comme un Cryotube* contenant deux gouttes de diméthylsulfoxyde (DMSO). Mélanger et laisser reposer pendant 5 à 10 min. avant de l'entreposer.
2. Placer les cryotubes sur des supports en métal et plonger ceux-ci dans l'azote liquide.
3. Ne pas sceller le couvercle du réservoir. Ajouter régulièrement de l’azote liquide pour que le réservoir soit toujours plein.

7.4 Lyophilisation

1. Préparer une suspension épaisse d'une culture de 24 h dans 1 à 2 mL de milieu de sérum inositol et incuber en microaérophilie à 42 oC pendant 24 h.
2. Déposer 0,2 mL dans des ampoules à lyophiliser et lyophiliser.
3. Entreposer les ampoules lyophilisées à 4 oC.

8. EXPÉDITION DE CULTURES PAR COURRIER

Il faut prendre des précautions spéciales pour expédier des souches de Campylobacter par courrier, car les cellules cultivées sur gélose en pente ou en boîte de Pétri sont détruites en moins de 3 jours lorsqu’elles sont exposées à l’air à la température ambiante. On décrit ci-dessous comment préparer les cultures pour qu’elles se conservent environ 5 semaines à 4 °C ou 2 semaines à la température ambiante (récupération complète).

1. Ensemencer de la gélose au sang de Mueller-Hinton et incuber en microaérophilie à 42 °C pendant 24 h.
2. Recueillir la culture dans la boîte de Pétri au moyen d’un écouvillon stérile, casser la tige de l’écouvillon avec des pinces stériles et déposer l’écouvillon (inoculum épais) sur la couche supérieure du milieu de transport, de la gélose au sang pour anaérobiose de Wilkins-Chalgren, dont on a déposé des volumes de 6 mL dans des bouteilles stériles.
3. Laisser l’écouvillon dans la bouteille, visser le bouchon et incuber à l’air jusqu’au lendemain à 42 °C. La culture est alors prête pour l’expédition.

9. RÉFÉRENCES

9.1 American Association of Analytical Chemists (AOAC). 1998. Bacteriological Analytical Manual. Huitième édition. International, Gaithersburg, MD.

9.2 American Public Health Association. 2001. Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, Quatrième édition, F. P. Downes et K. Ito (éds.). America Public Health Association, Washington, D.C.

9.3 Atlas, R.M. 1997. Handbook of Microbiological Media. Deuxième édition. L.C. Parks (rédacteur). CRC Press Inc.

9.4 Marshall, S.M., P.L. Melito, D.L. Woodward, W.M. Johnson, F.G. Rodgers et M.R. Mulvey. 1999. Rapid identification of Campylobacter, Arcobacter, and Helicobacter isolates by PCR-Restriction Fragment Length Polymorphism analysis of the 16S rRNA gene. J. Clin. Micro. 37:4158-4160.

9.5 Post, D.E. 1995. Food-borne pathogens monograph No. 3: Campylobacter. Oxoid Technical Support Department, Hampshire, England.

.10. MILIEUX SEMI-SOLIDES POUR LA MULTIPLICATION ET LES ÉPREUVES BIOCHIMIQUES (TUBES)