Prélever et expédier le cerveau frais entier sectionné en deux comme ci-dessous. Le
diagramme latéral illustre quatre zones critiques pour le diagnostic de l’ESB, les
zones 1 et 2 étant les plus importantes. Ne pas congeler ni fixer les
échantillons dans le formaldéhyde.
Prélever et soumettre le tronc cérébral frais, y compris l’obex (emplacement
indiqué à la figure 1). Ne pas congeler ni fixer les échantillons dans le
formaldéhyde.
Protocoles de prélèvement du cerveau
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La technique de prélèvement de l’encéphale
entier, la technique de la spatule et la technique de rinçage sont toutes des méthodes
qui conviennent pour le prélèvement d’échantillons aux fins du dépistage de
l’ESB. |
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Technique de prélèvement de
l’encéphale entier |
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1. |
Dans les cas où la rage ne peut être exclue, des
échantillons de tissus devraient être soumis au dépistage à la fois de la rage et de
l’ESB. Placer une toile de plastique jetable sous la tête de la carcasse.
L’encéphale doit être retiré entièrement. Pour ce faire, utiliser une scie, un
couteau et un ciseau. NE PAS UTILISER UNE HACHE POUR OUVRIR LE CRÂNE. Veiller garder le
tronc cérébral intact. |
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2. |
Séparer la tête de la carcasse au niveau de
l’articulation occipitoatloidienne et sectionner la moelle épinière. |
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3. |
Placer la tête désarticulée sur une table recouverte
d’une toile de plastique jetable. |
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4. |
Retirer la peau du crâne et de la partie postérieure du
museau, y compris la peau entourant les yeux. |
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5. |
Avec une scie de nécropsie, pratiquer une coupe allant
d’un point tout juste derrière l’orbite oculaire jusqu’à un point
similaire situé derrière l’autre orbite (figure 2). Cette coupe doit faire environ
2 cm de profondeur et être inclinée vers l’arrière. |
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6. |
Pratiquer deux autres coupes de chaque côté du crâne, du
milieu du trou occipital parallèlement à ses côtés latéraux jusqu’à un point
situé à 2 cm du bord de l’orbite en direction de la ligne médiane. Cette coupe
doit être pratiquée à un angle de 45 degrés vers l’intérieur (figure 3). |
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7. |
Insérer un couteau robuste ou un ciseau dans la première
coupe et soulever le dessus du crâne vers l’arrière. Veiller à empêcher les
méninges de tirer des morceaux du cerveau, en particulier les méninges situées entre
les hémisphères du cerveau et la portion antérieure du cervelet. Il est préférable
d’utiliser des ciseaux plutôt qu’un couteau pour couper ces membranes. |
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8. |
Sectionner le pédoncule olfactif et soulever légèrement
l’encéphale pour pouvoir couper le nerf optique. Dans cette position, il est
possible de voir la tige pituitaire. La sectionner en laissant la glande pituitaire dans
sa cavité osseuse. |
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9. |
Soulever délicatement l’encéphale vers le haut et
l’arrière. Couper les racines des nerfs crâniens; cette opération libérera de la
cavité crânienne l’encéphale et un segment de 4 cm de la moelle épinière
cervicale. |
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10. |
Sectionner le cerveau (figure 1 ci-dessus) et le soumettre pour
le dépistage de l’ESB et, s’il y a lieu, pour le dépistage de la rage. |
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Technique de la spatule |
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11. |
À l’aide d’un couteau de nécropsie, désarticuler
la tête de la carcasse au niveau de l’articulation occipitoatloidienne. |
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12. |
Placer la tête désarticulée sur une table ou toute autre
surface de travail convenable recouverte d’une toile de plastique jetable. Le côté
dorsal doit être placé vers le bas, de façon que le trou occipital soit face à soi. À
l’aide de ciseaux et d’une pince, retirer la dure-mère par l’ouverture du
trou occipital de façon à exposer la medulla. |
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13. |
Par le trou occipital, insérer un couteau à cerveau dans le
crâne en direction rostrale en faisant des mouvements de gauche à droite jusqu’à
ce que la pointe du couteau touche l’os. Veiller à ce que la lame du couteau soit
parallèle à la face dorsale du tronc cérébral, mais ventrale par rapport au cervelet.
Faire tourner la lame du couteau et repousser délicatement le cervelet. Retirer le
couteau. |
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14. |
Insérer la spatule dans le trou occipital, face orientée
latéralement. Pousser la lame rostralement jusqu’à ce qu’environ les deux
tiers de la tige soient dans le crâne (soit au niveau de la jonction entre le pons et le
mésencéphale). |
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15. |
Tourner la lame ventralement, puis dorsalement pour séparer le
tronc cérébral. |
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16. |
Saisir l’extrémité caudale du tronc cérébral à
l’aide d’une pince à dents de souris. Retirer doucement la spatule et la pince
dans le sens caudal pour enlever le tronc cérébral. Placer le tronc cérébral sur un
essuie-tout dans le récipient primaire, en vue de l’expédier pour analyses. |
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Technique de la cuillère |
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17. |
Cette technique exige des ciseaux à dissection Mayo, une pince
à dents de souris et une cuillère servant à retirer l’obex. |
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18. |
Placer la tête désarticulée sur une table ou toute autre
surface de travail convenable recouverte d’une toile de plastique jetable. Le côté
ventral doit être placé vers le bas, de façon que le trou occipital soit face à soi.
À l’aide de la pince et des ciseaux, pratiquer une incision au centre de la
dure-mère pour créer deux « rabats ». |
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19. |
Tenir la dure-mère avec la pince pour mettre à nu les nerfs
crâniens sortant de la moelle épinière. Sectionner les nerfs crâniens de la moelle
épinière. Il s’agit de l’étape cruciale de la technique de la cuillère
visant à dégager la moelle épinière et à retirer l’obex. |
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20. |
Insérer la cuillère, le dos vers le haut, dans le trou
occipital et la pousser jusqu’à ce que sa pointe soit entre le cervelet et le tronc
cérébral/moelle épinière. Appliquer une pression vers le bas sur la cuillère, tout en
effectuant un mouvement de gauche à droite au-dessus de la moelle épinière pour la
séparer du reste du cerveau. |
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21. |
À l’aide de la cuillère, tirer doucement sur la partie
séparée du tronc cérébral/moelle épinière à travers le trou occipital. Placer le
tronc cérébral sur un essuie-tout dans le récipient primaire en vue de l’expédier
pour analyses. |
Soumission d’échantillons de cas
suspects d’ESB (négatifs à confirmer)
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Remplir le formulaire Soumission de spécimen
pathologique - Usage domestique (CFIA/ACIA 1528) du Système informatisé pour
l’enregistrement et le suivi des analyses de laboratoire (SIESAL) pour chaque
échantillon soumis. Dans la partie « Code motif du test » du formulaire, cocher la case
indiquant la lutte contre les maladies. Indiquer si l’animal est un sujet
cliniquement suspect ou s’il s’agit d’un traçage épidémiologique en aval
ou en amont. Indiquer l’âge de l’animal et fournir une description des signes
cliniques notés pendant son examen ante-mortem. Inclure la description de toute
observation faite à la nécropsie. L’emballage et l’expédition des
échantillons prélevés sur des animaux appartenant à la catégorie « Échantillons
pour l’ESB - négatifs à confirmer » doivent respecter les directives concernant
les prélèvements diagnostiques UN 3373 établies par la Division des bio
risques, du confinement et de la sécurité.
Les échantillons pour la rage doivent être emballés et expédiés conformément aux
directives concernant les substances infectieuses UN 2814. Si un échantillon
pour le dépistage de l’ESB est envoyé en même temps qu’un échantillon pour
le dépistage de la rage, les deux échantillons doivent être expédiés conformément
aux directives concernant les échantillons UN 2814.
Tous les échantillons négatifs à confirmer pour l’ESB doivent être expédiés
au :
Centre national des maladies animales exotiques
1015, rue Arlington
Winnipeg (Manitoba) R3E 3M4
Téléphone : 204-789-2001 téléc. : 204-789-2038 |
Soumission d’échantillons pour la
surveillance de l’ESB
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Les échantillons provenant d’animaux faisant
l’objet d’une surveillance de l’ESB peuvent être emballés et expédiés
selon les directives applicables à l’Envoi des spécimens biologiques - Non
réglementés. Des échantillons peuvent provenir d’un animal qui est à la
fois soupçonné de rage et faisant l’objet d’une surveillance de l’ESB.
Pour permettre que le travail de diagnostic de ces deux maladies se fasse dans les
meilleures conditions, veuillez sectionner le cerveau tel que décrit à la page 6.1-1.
Les deux segments du cerveau doivent être expédiés à l’état frais.
Les échantillons pour la rage doivent être emballés et expédiés au laboratoire de
l’ACIA pour la rage (Alberta ou Ottawa), selon les procédures prévues pour les substances
infectieuses UN2814.
Les échantillons prélevés à des fins de surveillance de l’ESB devraient être
expédiés au laboratoire le plus proche figurant sur la liste qui suit. Indiquer
clairement sur la formule CFIA/ACIA 1528 Soumission de spécimen pathologique - Usage
domestique, qu’un échantillon provenant du même animal/même cerveau a été
soumis pour détection de la rage. Ceci aura pour effet de prévenir le personnel du
laboratoire du degré potentiel de bio risque et d’assurer que les échantillons
soient manipulés comme il se doit.
Institut de recherche sur les maladies animales
Agence canadienne d’inspection des aliments
3851, chemin Fallowfield
Nepean (Ontario) K2H 8P9
Laboratoire de Lethbridge
Agence canadienne d’inspection des aliments
chemin Township 9-1
Boîte postal 640
Lethbridge (Alberta) T1J 3Z4
Laboratoire de St-Hyacinthe
Agence canadienne d’inspection des aliments
3400, boul. Casavant ouest
St-Hyacinthe (Québec) J2S 8E3
Centre national des maladies animales exotiques
Agence canadienne d’inspection des aliments
1015, rue Arlington
Winnipeg (Manitoba) R3E 3M4 |
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L’agent de l’ESB est considéré comme
pathogène pour les humains. Des méthodes de travail sûres sont décrites dans le Manuel des procédures
communes, 1.6 Pratiques personnelles en matière de sécurité. Dans les
exploitations à grande échelle, une personne devrait être désignée comme agent de
sécurité pour s’assurer que les travailleurs respectent les normes en matière de
sécurité au travail. Il faut porter des vêtements de protection, des gants et un
masque lorsqu’on prélève des échantillons de cerveau. Éviter tout contact direct
avec des tissus cérébraux. Le personnel qui travaille dans les endroits où l’on
fait la collecte de tissus devrait prendre des précautions pour éviter d’ingérer
l’agent infectieux.
Il est conseillé de placer la tête de l’animal sur une toile de plastique
jetable. La toile devrait être assez grande pour recouvrir entièrement le plan de
travail.
Pour la décontamination chimique du matériel et des surfaces de travail, il est
recommandé d’utiliser de l’hypochlorite de sodium (NaOCl) contenant 2 % de
chlore actif ou une solution 2 M d’hydroxyde de sodium (NaOH). On devrait laisser les
surfaces et le matériel en contact (ou imbibés) avec le NaOCl ou le NaOH pendant au
moins une heure.
On devrait laisser tremper les instruments neurochirurgicaux dans le NaOH pendant une
heure, les retirer de la solution et les essuyer avec un tissu imbibé de la solution de NaOCl
pendant dix secondes. Essuyer les instruments car le NaOCl est corrosif.
On peut acheter le NaOH de Fisher Scientific sous forme de cristaux. Pour
obtenir une solution 2 M de NaOH, diluer 80 grammes de cristaux de NaOH dans un litre
d’eau et bien mélanger.
L’hypochlorite de sodium (NaOCl) peut tre préparé partir
d’eau de Javel usage industriel ou vendue dans le commerce (telle que Javex). Diluer
l’eau de Javel afin d’obtenir une concentration finale de 2 % de chlore actif
(20 000 ppm). Par exemple, la plupart des eaux de Javel vendues dans le commerce
renferment, selon leur étiquette, 6 % de chlore actif. Dans ce cas, mélanger une partie
d’eau de Javel pour deux parties d’eau (ratio 1:2) pour obtenir la concentration
de chlore actif de 2 %. Les vêtements protecteurs et les gants jetables souillés, ainsi
que les restes d’animaux devraient tre enfouis ou incinérés.
Nota : Les autres désinfectants classiques tels que le Virkon ne sont
pas efficaces contre les prions. Les instruments doivent être
désinfectés soit avec de l’hypochlorite de sodium ou de l’hydroxyde de sodium. |
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LIGNE 1-866-400-4244 SURVEILLANCE
DE L'ESB
QUESTIONNAIRE DE LA PERSONNE APPELÉE |
PARTIE 1 :
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| À remplir par le réceptionniste ou le
bureau du centre opérationnel qui reçoit l’appel - La personne appelée
explique que l’appel sera transféré au bureau de district concerné (ACIA) et
qu’un vétérinaire retournera l’appel le plus tôt possible. |
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Date : Heure :
Nom de l'appelant :
Numéro de téléphone de l'appelant :
Bureau régional ou de district auquel l'appel a été transféré :
Nom de la personne-ressource au bureau régional ou de district :
Partie 1 remplie par : (nom de la personne appelée) |
PARTIE 2 :
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À remplir par le vétérinaire de district
et/ou la première personne qui répond ANTÉCÉDENTS DE L'ANIMAL :
________ ÂGE
________ NUMÉRO D'IDENTIFICATION
________ MALADE ________ COUCHÉ ________ MOURANT ________ MORT
________ DATE ET HEURE DE LA MORT
________ SYMPTÔMES OBSERVÉS, ÉVOLUTION DE LA MALADIE, TRAITEMENT, HUMAINS EXPOSÉS
________ VÉTÉRINAIRE PROVINCIAL OU PRIVÉ APPELÉ
________ BUREAU DE DISTRICT DE L'ACIA APPELÉ
ÉVALUATION VÉTÉRINAIRE PRÉLIMINAIRE :
________ RAGE OU ESB SOUPÇONNÉE
________ SATISFAIT AUX CRITÈRES DE SURVEILLANCE DE L'ESB
________ NE SATISFAIT PAS AUX CRITÈRES DE SURVEILLANCE DE L'ESB
MESURES À PRENDRE :
________ QUELQU'UN DU BUREAU DE DISTRICT DE L'ACIA DOIT SE RENDRE SUR LES LIEUX
________ INFORMER LE PROPRIÉTAIRE QUE L'ANIMAL EST INADMISSIBLE À L'ÉCHANTILLONNAGE
DE SURVEILLANCE |
PARTIE 3 :
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Cette partie sert à l'établissement des
rapports. Les Opérations détermineront la nature des renseignements à consigner.
SUIVI à faire par le bureau de district
Échantillon prélevé : Oui ________ Non ________
Date : ________________________
Positif ________ Négatif ________
Renseignements sur le remboursement : ________________
RENSEIGNEMENTS DU BUREAU :
Rempli par : ________________________
Date : ________________________ |
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L’euthanasie exige de rendre l’animal inconscient
sans provoquer chez lui ni anxiété ni douleur avant l’arrêt de ses fonctions
vitales. Il existe plusieurs techniques d’euthanasie qui peuvent être classées dans
les catégories suivantes :
- Perturbation physique de l’activité cérébrale causée par la destruction directe
des tissus cérébraux (coup de feu ou assommage au pistolet cheville pénétrante, suivi
d’une saignée ou autre technique susceptible de causer la mort).
- Dépression directe du syst me nerveux central par des médicaments (anesthésiques,
barbituriques) qui provoquent la mort par hypoxie.
- Inconscience provoquée par des agents pharmaceutiques suivie de mécanismes qui
provoquent l’hypoxie (utilisation de narcotiques et saignée).
La méthode utilisée doit :
- être irréversible et provoquer un assommage et une mort rapide;
- provoquer la mort sans panique ni angoisse chez l’animal;
- être fiable chez un seul animal ou un grand nombre d’animaux;
- avoir un effet préjudiciable minime sur les travailleurs et les observateurs;
- tenir compte de la lutte contre les maladies (déversement de liquides organiques).
L’abattage sans cruauté des animaux exige beaucoup d’adresse de la part du
travailleur.
| Méthode |
Sécurité |
Bien-être de l'animal |
Habileté nécessaire |
Coût |
Apparences |
Considérations diverses |
| Coup de feu |
Moyenne; la réglementation sur les armes à feu s'applique |
Bonne |
Moyenne; choix de la cible déterminant |
Faible; une fois le matériel acheté |
Moyenne; écoulement de sang et mouvements |
On peut rester à une certaine distance de l'animal |
| Pistolet à cheville pénétrante |
Moyenne |
Bonne |
Moyenne; choix de la cible déterminant |
Faible; une fois le matériel acheté |
Moyenne; écoulement de sang et mouvements |
Il faut être en contact avec l'animal |
| Surdose de barbiturique |
Bonne |
Excellent |
Moyenne; injections intraveineuses nécessaires |
Élevé |
Bonne |
Médicament à usage réservé au vétérinaire |
| Saignée |
Passable |
Bon; l'animal doit déjà être inconscient |
Moyenne |
Faible |
Médiocre ; très sanglant |
N'est pas la seule méthode d'euthanasie |
| Électrocution |
Moyenne à faible |
Bon; seulement avec un équipement spécial |
Moyenne |
Faible; achat initiale élevé |
Passable ; mouvements |
Il faut une source d'électricité |
Nota : À remarquer que l’assommage par pistolet à cheville non
pénétrante ne peut pas être utilisé chez les bovins à la ferme.
L’électrocution de bovins adultes est difficile à la ferme et n’est
généralement pas recommandée.
 [D]
Endroits choisis pour l'étourdissement de jeunes bovins et de bovins adultes par
pistolet percuteur ou fusil.
a) méthode frontale : intersection de deux lignes tirées entre le canthus interne de
l’oeil et la base de la corne opposée (ou juste au-dessus de la base de
l’oreille).
b) méthode temporale (arme à feu seulement) : à mi-chemin entre l’oeil et la
base de l’oreille sur le même côté, la balle pénétrant horizontalement par le
côté.
c) par le dessus de la tête : possible chez les jeunes animaux, mais non recommandée. |
Ne pas oublier : l’utilisation d’un pistolet à cheville pénétrante
ou d’une arme à feu seulement n’entraîne PAS à coup sûr la mort de
l’animal.
Fusil : très efficace et, si utilisé correctement, plus sûr qu’une carabine ou
un pistolet. Placer le museau à une distance de 5 à 25 cm de la cible. Utiliser des
plombs n° 4, 5 ou 6. Si le fusil est de petit calibre (p. ex. .410), utiliser une
cartouche puissante (p. ex. magnum 3 po.).
Le coup pénètre en une masse compacte à grande vitesse, puis les plombs se
dispersent une fois dans le crâne. L’orifice à l’entrée dans le crâne est
relativement petit, mais la destruction du cerveau est massive. Les dommages entraînent
la mort de l’animal.
Il y a peu de chance que des plombs ressortent de la carcasse (méthode plus sûre
qu’avec une balle unique).
Signes d’un assommage efficace :
- l’animal s’effondre et devient rigide;
- l’animal ne respire plus régulièrement;
- l’animal ne présente plus de réflexe cornéen et ses yeux sont fixes et
brillants.
Le premier signe d’un assommage inefficace est le retour de la respiration
rythmique!
Nota : Je recommande le recours à la décérébration (aussi appelée
jonchage, ou « pithing » en anglais) comme méthode courante
d’euthanasie (sur une grande échelle) de bovins, d’ovins et de porcins
immédiatement après l’assommage. Cette méthode s’est révélée efficace et
répond aux exigences en matière d’abattage sans cruauté des animaux en Union
Européenne, mais on ne l’a pas encore envisagée au Canada. Les carcasses de
ruminants soumises à la décérébration sont considérées comme impropres à la
consommation humaine.
Le Comité sur le bien-être des animaux de l’ACMV devrait bientôt prendre
position au sujet de la décérébration
Nota sur la qualité des échantillons pour le dépistage de l’ESB :
Ni le transfert de Western ni l’essai rapide par ELISA ne sont influencés par la
destruction provenant d’un assommage par coup de feu ou par pistolet à cheville
pénétrante. La cheville percutante pénètre à environ 8 cm de profondeur. Lorsque le
pistolet est placé et orienté correctement, le projectile ne pénètre pas assez
profondément pour causer une destruction de l’obex et du tronc cérébral propre à
rendre l’échantillon inutilisable.
L’utilisation similaire d’une arme à feu par la méthode frontale ou par la
méthode temporale (la balle sortant par la tempe opposée) est également peu susceptible
de causer une destruction suffisante de l’obex pour rendre l’échantillon
inutilisable.
Et le pistolet à cheville pénétrante, et le fusil causent une hémorragie qui exige
un certain « nettoyage » de l’échantillon au laboratoire.
Les plombs de fusil causent une destruction massive du cerveau et sont susceptibles de
détruire également les tissus du tronc cérébral.
 [D]
Saignée :
Utiliser un couteau à lame pointue rigide et bien aiguisée d’au moins 15 cm.
Planter la pointe du couteau dans le cou juste sous la colonne vertébrale et pousser dans
un mouvement vers le bas pour trancher
- la veine jugulaire externe
- l’artère carotide
- la trachée.
Sources :
- Practical Euthanasia of Cattle, Animal Welfare Committee of the American
Association of Bovine Practitioners
- Getting it right, DEFRA, 2003
- Communication personnelle, Laboratoire de Winnipeg, ACIA - Maladies animales exotiques
(Arlington).
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