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Annexe U: NORMES DE RENDEMENT DU USDA RELATIVES À SALMONELLA

U.1 INTRODUCTION

En vertu des exigences du Règlement final sur la réduction du nombre de pathogènes et les systèmes HACCP (Pathogen Reduction and HACCP Systems Final Rule ) édictées par le USDA, les établissements américains qui produisent certaines catégories de produits de viande doivent satisfaire aux normes de rendement (Performance Standards)relatives à Salmonellapubliées dans les dispositions réglementaires américaines 9CFR310.25)(b) et 9CFR381.94(b) du US Federal Register. Les inspecteurs du USDA effectuent à l'improviste des prélèvements et des tests de dépistage sur les produits fabriqués dans les établissements américains en vue d'évaluer leur conformité aux normes. Si un établissement ne peut produire de la viande satisfaisant aux normes de rendement du USDA, on amorce un processus pouvant éventuellement conduire à la cessation des activités d'inspection du USDA dans l’établissement. Le USDA utilise également les résultats des tests de dépistage pour mettre à jour ses données de référence (baseline reference standard) sur la prévalence de Salmonella dans les produits fabriqués aux États-Unis ainsi que ses normes de rendement relatives à Salmonella.

Au Canada, les établissements admissibles à l'exportation aux États-Unis de viande ou de produits de viande visés par les normes de rendement du USDA relatives à Salmonella (voir la section 11.7.3 (2)(a) - E.-U.A.) doivent par conséquent fabriquer des produits conformes à la norme pertinente. Pour attester de leur conformité aux normes de rendement, les établissements canadiens doivent effectuer des tests de dépistage de Salmonella selon un programme écrit d'échantillonnage conforme aux exigences énoncées dans la présente annexe.

L'Agence canadienne d'inspection des aliments (ACIA) exerce une supervision et une surveillance gouvernementales des programmes de dépistage de Salmonella mis en oeuvre dans les établissements. Si les tests menés indiquent qu'un établissement ne fabrique pas un produit qui satisfait aux normes de rendement du USDA relatives à Salmonella, l'ACIA amorce un processus pouvant conduire à la radiation de l'établissement de la liste des établissements admissibles à l'exportation aux États-Unis. Si l'établissement ne respecte pas les exigences applicables au dépistage de Salmonella énoncées dans la présente annexe, l'ACIA amorce le processus décrit à la section Q.3, annexe Q.

L'ACIA entend éventuellement utiliser une norme de rendement canadienne relative à Salmonella. En attendant la publication et l'acceptation de cette norme, les normes de rendement publiées par le USDA sont utilisées dans les établissements canadiens.

Différences entre les normes de rendement du USDA relatives à Salmonella et les exigences relatives au dépistage d'E. coli (biotype I), type générique

L'objectif des normes de rendement du USDA relatives à Salmonella diffère de celui des exigences relatives au dépistage d'E. coli (biotype I), type générique. Il s'ensuit que les conséquences liées à l'obtention de résultats insatisfaisants ne sont pas les mêmes pour Salmonella et pour E. coli.

Les normes de rendement du USDA relatives à Salmonella ont été conçues afin de vérifier si les établissements atteignent les objectifs de réduction du nombre de pathogènes. Le FSIS a choisi d’utiliser Salmonella à titre d’organisme indicateur de rendement pour les quatre raisons suivantes :

Les exigences relatives au dépistage d'E. coli (biotype I), type générique, sont conçues pour permettre la mise en oeuvre de techniques de contrôle statistique du processus dans les établissements qui préparent certains types de produits de viande. E. coli (biotype I), type générique, est l'organisme choisi parce qu'il est facile à tester et qu'il est assez courant pour donner une bonne indication de la maîtrise des processus.

Étant donné que les exigences relatives au dépistage d'E. coli (biotype I), type générique, sont fondées sur des critères de vérification du processus (CVP) souvent propres à l'établissement, le même résultat peut conduire à une conclusion différente dans deux établissements n'utilisant pas des CVP identiques. Le dépistage d'E. coli (biotype I), type générique, s'effectue de façon continue à l'aide de l'approche de la fenêtre mobile. Pour que le non-respect des CVP devienne une lacune, il faut que l'établissement ne soit pas disposé à remettre le processus « sous contrôle » ou qu'il ne puisse pas le faire [voir l'annexe T (section T.2.9) pour plus de détails sur la marche à suivre en pareil cas].

Le dépistage de Salmonella vise un autre objectif. Il sert vérifier si l'établissement fabrique un produit conformément à une norme de rendement donnée. Il ne repose ni sur une technique de contrôle statistique du processus ni sur l'approche de la fenêtre mobile. Il nécessite plutôt le prélèvement d'une série d'échantillons distincts. Contrairement à la démarche employée pour les tests de dépistage d'E. coli, les résultats individuels sont évalués comme étant positifs ou négatifs en la présence de Salmonella, peu importe le nombre réel de Salmonella détecté. Lorsque le nombre de résultats positifs dépasse le nombre maximal permis pour trois séries de tests consécutifs, on considère cette observation comme étant une lacune grave, et ce, même si l'établissement fait tout en son pouvoir pour corriger le problème. Une telle situation doit être traitée avec plus de diligence qu'un non-respect des critères de vérification du processus applicables à E. coli.

U.1.1 Établissements canadiens qui doivent mettre en oeuvre un programme de dépistage de Salmonella pour satisfaire aux exigences américaines

Tous les établissements canadiens agréés inscrits sur la liste des établissements admissibles à l'exportation aux États-Unis figurant à la section 11.7.3 (2) (a) É.-U. A qui fabriquent un produit visé par les normes de rendement du USDA doivent fabriquer un produit qui satisfait à la ou aux normes de rendement pertinentes.

À l’exception de certains types d’établissement, TOUS les établissements doivent avoir mis en place un programme de dépistage.

ÉTABLISSEMENTS QUI NE SONT PAS OBLIGÉS DE METTRE EN PLACE UN PROGRAMME DE DÉPISTAGE

Ainsi, un établissement qui fabrique du boeuf haché 20 fois par année, du poulet haché 20 fois par année et du dindon haché 30 fois par année ne doit tester que la catégorie de produits qui est fabriquée plus de 26 fois par année (du dindon haché).

La décision prise à cet égard doit reposer sur la fréquence à laquelle une catégorie d’animal a été abattue durant l’exercice précédent ainsi que sur la production anticipée pour le prochain exercice (p. ex., ajouts à l’établissement).

U.1.2 Produits visés par une norme de rendement relative à Salmonella

Si une norme de rendement relative à Salmonella a été publiée par le USDA pour une catégorie de produits donnée, tous les produits fabriqués dans l'établissement entrant dans cette catégorie doivent être conformes à cette norme. Le tableau U.1.2 énumère les normes de rendement relatives à Salmonella publiées jusqu'à maintenant.

Les normes de rendement du USDA reposent sur des études microbiologiques de base menées par le USDA. On ajoutera à la liste ci-après les normes de rendement s'appliquant à de nouvelles catégories de produits à mesure que d'autres études de base de ce genre seront réalisées.

Tableau U.1.2 Normes de rendement du USDA relatives à Salmonella par catégorie de produits

Remarque 1 – Ne s'applique pas à la viande dont le hachage constitue une étape de transformation dans la fabrication d'un produit de viande (p. ex., boeuf haché pour fabriquer du salami) ou aux viandes séparées mécaniquement.

U.1.3 Exigences relatives à la fabrication d'un produit conforme à une norme de rendement relative à Salmonella et à la conduite de tests annuels

Les établissements qui fabriquent un produit de viande visé par une norme de rendement du USDA relative à Salmonella doivent fabriquer ce produit conformément à cette norme en tout temps. Pour attester de leur conformité à cette norme, ces établissements doivent mener régulièrement des tests de dépistage de Salmonella, c'est-à-dire au moins une fois par année, conformément aux exigences énoncées dans la présente annexe.

Si un établissement fabrique des produits correspondant à plus de une catégorie de produits, tous les produits de l'établissement doivent être conformes à la norme pertinente. Cependant, l'établissement ne doit pas mener une série de tests annuels sur chaque catégorie de produits. Une décision concernant la catégorie de produits à échantillonner durant l'année doit être prise par le vétérinaire/inspecteur en chef (v/i-c) de l'ACIA (voir U.1.6.1 pour plus de détails).

U.1.4 [RÉSERVÉ]

U.1.5 Responsabilités liées à la réalisation des tests

U.1.5.1 Responsabilités de l'exploitant

Les établissements doivent préparer un programme d'échantillonnage écrit pour Salmonella en respectant les procédures d'échantillonnage, de préparation et d'expédition ainsi que les critères techniques figurant dans la présente annexe (voir la section U.2 pour plus de détails). Une fois que leur programme a été examiné par le v/i-c de l'ACIA au moyen de la partie 4A de la Grille d'évaluation de la conformité de base (GECB), les établissements doivent exécuter leurs activités d'échantillonnage conformément à ce programme écrit. L'exploitant doit :

(1) fabriquer des produits qui sont conformes à la norme de rendement relative à Salmonella pertinente qui est publiée par le USDA/FSIS;

(2) soumettre à l'ACIA un programme annuel de dépistage de Salmonella qui satisfait aux exigences de la présente annexe;

(3) exécuter un programme de dépistage de Salmonella sur la ou les catégories de produits identifiées par le v/i-c de l'ACIA, conformément au programme écrit approuvé et aux exigences de la présente annexe;

(4) faire en sorte que les résultats de laboratoire soient transmis simultanément et directement au v/i-c de l'ACIA;

(5) conserver les dossiers et les résultats des tests de dépistage, conformément aux exigences de la section U.4.  Compiler les résultats des tests de dépistage pour attester du degré de conformité à la norme de rendement relative à Salmonella qui est pertinente;

(6) exécuter l'action corrective requise si le nombre de résultats positifs dépasse le nombre maximal de tests positifs par série de tests (voir U.2.2);

(7) mettre à la disposition du personnel d'inspection de l'ACIA toute information pertinente sur le programme d'échantillonnage relatif à Salmonella de l'établissement (y compris les procédures écrites, les rapports de laboratoire et les résultats d'analyse) aux fins de vérification de la conformité;

(8) assumer les coûts de l'échantillonnage, des tests ou d'autres activités reliées au programme.

Les établissements ne peuvent faire appel qu'à des laboratoires qui satisfont aux critères d'accréditation énoncés à la section U.3 et qui utilisent la méthodologie décrite dans la présente annexe pour la détection et l'identification de Salmonella. Ils doivent aussi s'entendre avec le laboratoire pour que des échantillons de toutes les cultures positives de Salmonella soient fournis à l'ACIA sur demande.

U.1.5.2 Responsabilités du laboratoire accrédité

(9) Respecter les conditions d'accréditation du Conseil canadien des normes en vertu du système de normes nationales [voir les « Prescriptions générales concernant la compétence des laboratoires d'étalonnage et d'essais » (réf. CAN-P-4C, octobre 1991; ISO/IEC Guide 25-1990) et les « Lignes directrices relatives à l'accréditation des laboratoires d'analyse des produits agricoles et alimentaires » (réf. CAN-P-1587, novembre 1998)].

1. Attester de leur compétence continue au chapitre des tests de dépistage de Salmonella au moyen du Programme d'épreuves de compétence en microbiologie, conjointement administré par le CCN et l'ACIA.
2. Mener les tests de dépistage de Salmonella conformément aux exigences techniques décrites dans la présente annexe.
3. Transmettre les résultats des tests de dépistage individuels simultanément et directement au v/i-c de l'ACIA affecté à l'établissement.
4. Remettre au v/i-c de l'ACIA toute information pertinente sur la qualité des échantillons reçus.

U.1.5.3 Responsabilités de l'ACIA

De l'ACIA

• Exiger et s'assurer que les laboratoires auxquels les établissements font appel pour l'analyse des échantillons soient accrédités (c'est-à-dire autorisés à fournir les résultats des tests de dépistage de Salmonella) par le Conseil canadien des normes en vertu du système de normes nationales [voir les « Prescriptions générales concernant la compétence des laboratoires d'étalonnage et d'essais » (réf. CAN-P-4C, octobre 1991; ISO/IEC Guide 25-1990) et les « Lignes directrices relatives à l'accréditation des laboratoires d'analyse des produits agricoles et alimentaires » (réf. CAN-P-1587, novembre 1998)].
• Sur une base annuelle, s'assurer que les programmes écrits de l'établissement relatifs aux tests de dépistage de Salmonella satisfont aux exigences de la présente annexe et déterminer la portée des tests de dépistage de Salmonella à effectuer dans l'établissement en utilisant la partie 4A de la Grille d'évaluation de la conformité de base (GECB) et la feuille de travail « Détermination de la ou des catégories de produits à échantillonner aux fins du dépistage de Salmonella ».
• Durant chaque semaine où sont réalisés des tests de dépistage de Salmonella, effectuer au hasard une vérification sur place des activités de dépistage de Salmonella (p. ex., échantillonnage, préparation et expédition) en utilisant la partie 4B de la GECB pour vérifier la conformité au programme écrit et aux exigences.
• Obtenir copie des résultats des tests de dépistage individuels simultanément et directement du laboratoire.
• Recevoir directement les résultats des tests de dépistage, les évaluer et les comparer à ceux de l'établissement pour vérifier si l'établissement compile adéquatement les résultats; informer l'ACIA si le nombre de résultats positifs pour Salmonella dépasse la limite spécifiée.
• Le v/i-c compiler les données nécessaires et fait suivre rapport à l’administration centrale dans le but d'établir des données de référence nationales (canadiennes) sur Salmonella et d'en dériver des normes de rendement canadiennes.
• Examiner les actions proposées par l'établissement en cas de dépassement de la limite spécifiée.
• Le v/i-c prend les mesures de mise en application appropriées (voir Q.3).
• Le v/i-c exige, conformément aux instructions du Directeur, Réseau de programmes, que l’exploitant exécute une série supplémentaire de tests pour la Salmonelle si le processus est jugé hors contrôle.

U.1.6 Vérification par l'ACIA des tests et tâches connexes de la GECB

U.1.6.1 Examen par l'ACIA du programme écrit de l'établissement (partie 4A de la GECB)

Une fois par année, avant le début de l'année civile, le v/i-c de l'ACIA remplit la partie 4A de la Grille d'évaluation de la conformité de base (GECB) (voir l'annexe Q, section Q.4) et la feuille de travail « Détermination de la ou des catégories de produits à échantillonner aux fins du dépistage de Salmonella » (voir la section U.6) afin de vérifier si le programme de dépistage de Salmonella de l'établissement est satisfaisant et de déterminer la ou les catégories de produits à échantillonner aux fins du dépistage de Salmonella.

Des exemplaires de la GECB et de la feuille de travail remplies doivent être conservés par le v/i-c. Si l’un ou l’autre constate qu'une condition n'est pas respectée, il doit étayer la situation et en informer le directeur, Réseau de programmes. Aucun test ne peut commencer tant que les éléments énoncés à la partie 4A de la GECB n'ont pas été jugés satisfaisants par le v/i-c.

La feuille de travail « Détermination de la ou des catégories de produits à échantillonner aux fins du dépistage de Salmonella » vise à permettre une détermination uniforme de la ou des catégories à échantillonner dans les établissements et tient compte des facteurs suivants :

• résultats antérieurs de tests de dépistage de Salmonella;
• résultats antérieurs de tests de dépistage d'E. coli (biotype I), type générique;
• volumes de production et types de produits fabriqués dans l'établissement;
• modifications apportées aux pratiques de fabrication;
• produits fabriqués dans l'établissement qui n'ont pas été testés auparavant;
• autres renseignements pertinents;
• toute instruction particulière en matière de dépistage reçue des responsables du Réseau de programmes de l'ACIA.

La feuille de travail est utilisée de la manière suivante :

• l'établissement rend accessible au v/i-c toute l'information requise sur la fabrication de chaque catégorie de produits (norme de rendement relative à Salmonella) fabriqués dans l'établissement;
• le v/i-c utilise cette information pour remplir la feuille de travail;
• la feuille de travail permet d'attribuer un pointage pour chacune des catégories de produits fabriqués dans l'établissement;
• un dépistage de Salmonella doit être effectué sur :
• la catégorie de produits ayant le pointage le plus élevé (en cas d'égalité, un dépistage de Salmonella est effectué sur le produit fabriqué en plus grande quantité, en poids); ainsi que
• toutes les catégories de produits ayant un pointage de 5 ou plus.
• le v/i-c et les établissements choisiront la date à laquelle commenceront les tests sur la ou les catégories de produits; cette date sera inscrite sur le formulaire.

Les tests peuvent commencer à n'importe quel moment durant l'année; cependant, le choix de la date à laquelle commenceront les tests doit être justifié par des raisons valables; ces raisons doivent être indiquées dans le programme écrit.

U.1.6.2 Examen par l'ACIA du programme mis en oeuvre dans l'établissement (partie 4B de la GECB)

Une tâche d'inspection spéciale est conçue pour vérifier que l'établissement effectue ses tests de dépistage de Salmonella conformément à son programme écrit. La partie 4B de la Grille d'évaluation de la conformité de base (GECB) est utilisée à cette fin. Le v/i-c mène une vérification sur place aléatoire, et ce, au moins une fois durant chaque semaine où est effectué un dépistage de Salmonella dans l'établissement. Si le v/i-c constate qu'une condition n'est pas respectée, il doit étayer la situation et en informer le directeur, Réseau de programmes.

U.2 EXIGENCES TECHNIQUES

U.2.1 Programme écrit, procédures écrites et dossiers

Les exigences techniques décrites dans la présente section ont été établies à l'aide de l'information publiée par le USDA dans le US Federal Register (volume 61, n^o 144/25 juillet 1996, page 38917) sous le titre « FSIS Sample Collection Guidelines and Procedure for Isolation and Identification of Salmonella from Raw Meat and Poultry Products » Products (Lignes directrices du FSIS sur les procédures d'échantillonnage à suivre pour l'isolement et l'identification des salmonelles dans la viande crue et les produits de volaille) et d'autres renseignements fournis directement à l'ACIA par le USDA.

L'exploitant doit disposer d'un programme écrit sur les activités d'échantillonnage relatif à Salmonella mises en oeuvre à l’établissement et faire en sorte qu'il soit fourni sur demande au v/i-c. Le programme écrit doit contenir des procédures portant sur tous les secteurs de responsabilité de l'établissement. Les procédures doivent être suffisamment détaillées pour permettre une vérification sur place des activités d'échantillonnage. Voici ce que doit contenir le programme écrit.

• Liste des produits fabriqués dans l'établissement qui sont visés par une norme de rendement relative à Salmonella (produits classés par catégorie).
• Information concernant le plan d'échantillonnage utilisé et la sélection des échantillons – combien d'échantillons sont prélevés, qui effectue l'échantillonnage; quand et comment l'échantillonnage est effectué; comment assure-t-on l'échantillonnage aléatoire des carcasses; etc.
• Vérification du matériel d'échantillonnage – aide-mémoire des tâches à exécuter avant le prélèvement des échantillons; matériel requis pour l'échantillonnage; vérification de la convenance du matériel avant échantillonnage (p. ex., s'assurer que les éponges n’ont pas de propriétés bactéricides); etc.
• Procédure d'échantillonnage à utiliser.
• Procédure d'expédition – qui est responsable de l'emballage; où s'effectue l'emballage; où garde-t-on les échantillons en attendant leur transport; qui expédie les échantillons; où les échantillons sont-ils expédiés (laboratoire); comment sont-ils expédiés (transporteur); etc.
• Mesures de protection des échantillons et de prévention de leur falsification – comment les échantillons sont-ils manipulés/emballés et expédiés de manière à assurer le maintien de leur température et à protéger leur intégrité.
• Identité du laboratoire ayant fourni les résultats et preuve d'accréditation du laboratoire pour le dépistage de Salmonella.
• Procédures à suivre pour assurer que le v/i-c de l'ACIA recevront simultanément et directement les résultats des tests de dépistage de Salmonella.
• Procédures de compilation des résultats des tests et de tenue de dossiers – qui est chargé de recevoir les résultats des tests, de les examiner et de compiler les données; où garde-t-on les rapports de laboratoire/feuilles de travail; combien de temps conserve-t-on les dossiers.
• Activités internes de vérification et/ou de surveillance de l'exploitant visant à vérifier si le programme est exécuté comme il se doit.
• Actions correctives à exécuter dans les cas suivants : les résultats des tests ne sont pas concluants; l'exploitant constate durant ses activités de vérification interne que les procédures n'ont pas été respectées; les tests de dépistage de Salmonella se révèlent positifs; le nombre cumulatif de résultats positifs pour Salmonella dépasse le seuil « échec » pour une série de tests.
• Procédures de notification – p. ex., quel employé de la compagnie est chargé d'avertir le v/i-c de l'ACIA que les tests sont terminés/si le nombre de résultats positifs dépasse le seuil « échec » pour une série de tests.

L’exploitant peut se référer aux procédures générales d'échantillonnage de l'établissement, à la condition que celles-ci contiennent les exigences techniques particulières et les détails nécessaires sur les procédures d'échantillonnage relatives à Salmonella. Ces procédures peuvent également être décrites dans les plans HACCP de l'établissement.

U.2.2 Normes de rendement du USDA relatives à Salmonella par catégorie de produits

Nombre d'échantillons à analyser par série de tests (valeur « n »); nombre maximal de tests positifs par série de tests (valeur « c »)

Les normes de rendement du USDA ont été élaborées par le FSIS d'après l'analyse statistique de données recueillies par le USDA au cours d'études de base sur Salmonella réalisées aux États-Unis.

Comme le pourcentage des résultats positifs pour Salmonella s'est révélé différent d'une catégorie de produits à l'autre durant l'étude de base, le USDA a élaboré une norme de rendement et des plans d'échantillonnage pour chaque catégorie de produits.

Tableau U.2.2

Normes de rendement du USDA relatives à Salmonella par catégorie de produits

(source : Federal Register, vol. 61, n^o 144, pages 38865 et 38867)

U.2.2.1 Taux d'échantillonnage et fréquence d'échantillonnage

Le tableau U.2.2 indique le nombre d'échantillons à prélever et à analyser afin de compléter une série de tests. Les plans d'échantillonnage sont conçus de façon qu'on obtienne des résultats d'une exactitude comparable entre les catégories de produits visés malgré que ceux-ci aient des taux de prévalence différents pour Salmonella. Le nombre d'échantillons à prélever varie selon les catégories de produits pour des raisons statistiques.

Les tests doivent se poursuivre sur plusieurs jours consécutifs jusqu'à ce que la série de tests soit complétée. Lorsqu'une série de tests est commencée par l'exploitant, ce dernier doit prélever des échantillons au hasard au rythme de un échantillon par jour de production jusqu'à ce que le nombre de résultats concluants (tant positifs que négatifs) pour Salmonella soit égal à la valeur (« n ») spécifiée au tableau U.2.2 (selon la catégorie de produits visée).

Le jour du prélèvement du premier échantillon, l'exploitant doit informer le v/i-c de l'ACIA qu'une série de tests pour Salmonella est commencée. L'exploitant doit conclure une série de tests une fois qu'elle est commencée. Il ne peut interrompre une série de tests ou la reprendre.

Procédure à suivre lorsque des laboratoires sont incapables de commencer l'analyse des échantillons dans les 24 heures suivant l'échantillonnage parce qu'ils sont fermés pour la fin de semaine ou pour une fête fériée. Si le laboratoire utilisé est fermé pendant une journée donnée et qu'il ne peut donc pas commencer l'analyse des échantillons dans les 24 heures suivant leur prélèvement, les procédures additionnelles suivantes sont de rigueur:

Carcasses de volaille – Il faut poursuivre la sélection des carcasses au hasard chaque jour de production. Il faut les garder réfrigérer sous une stricte surveillance dans l'établissement et retarder le prélèvement des échantillons jusqu'à ce que le laboratoire puisse les recevoir et en commencer l'analyse dans les 24 heures.

Exemple – Si le laboratoire est fermé le dimanche, mais que l'établissement est ouvert sept jours par semaine, on doit procéder à la sélection des carcasses au hasard le samedi et le dimanche. Les carcasses sont gardées réfrigérées et entreposés sous la garde de l'exploitant à l'établissement. Les échantillons sont prélevés expédiés par l'exploitant au laboratoire le jour ouvrable suivant où le laboratoire peut procéder à l’analyse des échantillons dans les 24 heures de l’envoi.

Carcasses de viande rouge – Une carcasse doit quand même être sélectionnée au hasard chaque jour de production; cependant, si le laboratoire ne peut pas commencer l'analyse de l'échantillon dans les 24 heures, l'exploitant doit:

• sélectionner au hasard la carcasse après 12 heures ou plus de réfrigération et;
• placer la carcasse sélectionnée dans une zone désignée et retarder le prélèvement de l'échantillon jusqu'à ce que le laboratoire puisse le recevoir et en commencer l'analyse dans les 24 heures.

Exemple – L'établissement est ouvert le vendredi et le samedi (il est fermé le dimanche) et le laboratoire est fermé le samedi et le dimanche. Comme d'ordinaire, une carcasse est sélectionnée au hasard parmi les carcasses produites le vendredi et une autre carcasse est sélectionnée parmi celles produites le samedi; les deux carcasses sélectionnées sont placées et entreposées dans une zone désignée. Des échantillons sont prélevés sur les carcasses sélectionnées aussitôt que le laboratoire est en mesure de les recevoir et en commencer l'analyse dans les 24 heures.

Viande hachée – Il faut poursuivre les prélèvements au hasard chaque jour de production. Il faut les garder sous réfrigération, les préparer pour l'expédition et les gardés sous une stricte surveillance dans l'établissement jusqu’à ce que le laboratoire soit en mesure de les recevoir et en commencer l'analyse dans les 24 heures

Exemple – Si le laboratoire est fermé le dimanche, mais que l'établissement est ouvert sept jours par semaine, on peut procéder à un échantillonnage au hasard le samedi et le dimanche. Les échantillons sont emballés et entreposés sous la garde de l'exploitant de l'établissement. Les échantillons sont expédiés par l'exploitant au laboratoire aussitôt que celui-ci est en mesure de les recevoir et en commencer l'analyse dans les 24 heures.

Tests non concluants et échantillons « d'appoint » – Les résultats non concluants ne sont pas pris en considération. Pour chaque résultat non concluant (p. ex., un échantillon qui n'est pas reçu dans un délai de 24 h ou qui est reçu dans un état insatisfaisant), un échantillon « d'appoint » doit être ajouté à la série de tests. Ces échantillons doivent être prélevés de la même manière que des échantillons réguliers sur les jours de production consécutifs après le prélèvement du nombre initial d'échantillons.

U.2.2.2 Évaluation d'une série de tests

Une série de tests est terminée lorsque le nombre total de résultats concluants (tant positifs que négatifs) pour Salmonella est égal à la valeur (« n ») spécifié au tableau U.2.2 (selon la catégorie de produits visée). L'évaluation du rendement de l'établissement est fondée sur le nombre total de tests positifs pour Salmonella par série de tests. Pour terminer avec succès une série de tests, l'établissement doit :

• obtenir un nombre de résultats valables et concluants (tant positifs que négatifs) égal au nombre d'échantillons à analyser par série de tests (valeur (« n »);
• afficher un nombre de tests positifs pour Salmonella qui ne dépasse pas le nombre maximal de tests positifs par série de tests (« c »).

Si le nombre de résultats positifs pour Salmonella dépasse la valeur « c », on dit alors que l'établissement a « échoué » à la série de tests et certaines mesures doivent être prises en conséquence.

U.2.2.3 Conclusion des tests annuels

Lorsqu'une série de tests est terminée, l'établissement doit avertir le v/i-c de l'ACIA, qui vérifie alors les données de l'établissement. Si celles-ci sont satisfaisantes et si le nombre de tests positifs pour Salmonella est égal ou inférieur à la valeur « c » (selon la catégorie de produits visée), aucun autre test ne sera requis durant l'année en cours sur la catégorie de produits visée.

Si l'établissement s'est engagé dans son programme de dépistage de Salmonella à échantillonner d'autres catégories de produits, il doit compléter l’échantillonnage sur chacune de ces autres catégories de produits.

Un établissement qui n’a pas effectué le nombre de prélèvements requis pour terminer la série de tests avant la fin de l’année civile (p. ex., les établissements qui affichent de faibles volumes de production) doit continuer à prélever des échantillons durant les jours de production subséquents jusqu’à ce qu’il obtienne le nombre de résultats requis pour terminer la série. Si les résultats de la série sont négatifs, l’établissement commence les tests requis pour la nouvelle année civile (comme il est indiqué à la section U.1.6). Si les résultats de la série sont positifs, les mesures indiquées ci–après doivent être prises.

U.2.2.4 Mesures à prendre si, pour la première série de tests, le nombre de résultats positifs dépasse le nombre maximal de tests positifs par série de tests (valeur « c »)

Durant la première série de tests, un tel dépassement peut s'expliquer de deux manières :

1. l'établissement fabrique des produits affichant une incidence de Salmonella supérieure à la prévalence nationale de Salmonella aux États-Unis utilisée pour déterminer la norme de rendement; OU
2. l'établissement fabrique des produits affichant une incidence de Salmonella inférieure à la prévalence nationale de Salmonella aux États-Unis, mais « échoue » pour des raisons statistiques liées à la façon dont les normes de rendement ont été établies.

Si le nombre de résultats positifs dépasse la valeur « c » spécifiée, l'établissement doit enquêter sur les causes possibles de tels résultats (p. ex., manque de conformité au plan HACCP, procédures ou CCP pas suffisamment efficaces), puis rédiger un plan d'action visant à corriger la situation. L'établissement doit transmettre par écrit ses conclusions et son plan d’action au v/i-c dans les cinq (5) jours ouvrables suivant la date où la valeur C a été dépassée.

Si la première série de tests n'est pas encore terminée, l'établissement doit continuer à prélever des échantillons au rythme habituel jusqu'à ce qu'il obtienne le nombre requis de résultats (nombre de tests égal à la valeur « n »). Ceci est essentiel à une analyse complète de la situation. Si d'autres tests se révèlent positifs, l'établissement doit examiner son plan d'action, le modifier au besoin et informer le v/i-c des modifications apportées.

Au plus tard cinq (5) jours ouvrables suivant la réception des derniers résultats pour la série de tests, l'établissement doit préparer un rapport et le présenter au v/i-c. Tous les plans d’action ainsi qu’un sommaire des résultats des tests doivent être annexés à ce rapport. Le v/i-c doit transmettre ce rapport au directeur, Réseau de programmes, et y annexer ses commentaires.

Le directeur, Réseau de programmes, doit examiner l'information contenue dans le rapport qui lui a été transmis pour évaluer quand l'exploitant peut commencer la deuxième série de tests. Selon le nombre total de résultats positifs, les délais d'exécution prévus dans le plan d’action proposé par l’établissement et les actions correctives déjà exécutées par l'exploitant, le directeur, Réseau de programmes, peut accorder un délai supplémentaire à l'exploitant afin de lui permettre de terminer l'exécution des actions correctives requises avant le début de la deuxième série de tests. Si, toutefois, le plan d'action proposé par l'exploitant est insatisfaisant ou n'est pas respecté, le directeur, Réseau de programmes, doit demander à l'établissement de commencer immédiatement la deuxième série de tests.

La deuxième série de tests doit être effectuée de la même manière que la première. Cela vaut aussi pour l'analyse des résultats. Si, durant la deuxième série de tests, le nombre total de résultats positifs pour Salmonella ne dépasse pas la valeur « c », on dit que l'établissement a « réussi » la série de tests et aucun autre test n'est requis durant l'année en cours sur la catégorie de produits visée. Dans le cas contraire, voir la section U.2.2.5.

U.2.2.5 Mesures à prendre si, pour la deuxième série de tests, le nombre de résultats positifs dépasse le nombre maximal de tests positifs par série de tests (valeur « c »)

Si, durant la deuxième série de tests, le nombre de résultats positifs pour Salmonella dépasse le nombre maximal de tests positifs par série de tests (valeur « c »), l'établissement doit avertir immédiatement le v/i-c.

Cette situation est considérée comme étant un indice d’une forte probabilité de lacunes graves dans le/les plan(s) HACCP de l'établissement pour la catégorie de produits visée/échantillonnée. En pareil cas, l'établissement doit immédiatement mener un examen systématique de tous ses plans HACCP pour la catégorie de produits visée/échantillonnée et exécuter immédiatement toute action corrective jugée nécessaire à la lumière de cet examen.

L'établissement doit transmettre par écrit ses conclusions ainsi que son plan d’action au v/i-c dans les cinq (5) jours ouvrables suivant la date à laquelle l’établissement a informé le v/i-c que le nombre de résultats pour Salmonella dépassait le nombre maximal de tests positifs par série de tests (valeur « c »). Conformément aux exigences du Programme d'amélioration de la salubrité des aliments (PASA), tous les changements apportés au système HACCP d'un établissement doivent être inscrits au registre des modifications du système HACCP et examinés par le personnel de l'ACIA au cours de l'audit de système HACCP subséquent.

Le v/i-c doit fournir une copie du rapport de l’établissement au directeur, Réseau de programmes, et y annexer ses commentaires. La fréquence des activités d'inspection pour le ou les produits et processus visés devra être examinée. Le directeur, Réseau de programmes, doit aussi prendre d'autres mesures jugées appropriées, le cas échéant.

L’établissement doit continuer à prélever des échantillons aux fins du dépistage de Salmonella jusqu’à ce qu’il ait terminé la série de tests (c'est-à-dire lorsque le nombre de résultats concluants pour Salmonella est égal à la valeur « n »). Tout autre test positif pour Salmonella doit être immédiatement communiqué au v/i-c. Si d'autres tests se révèlent positifs, l'établissement doit examiner son plan d'action, le modifier au besoin et informer le v/i-c des modifications apportées. Le v/i-c doit examiner les résultats et la réponse écrite de l'exploitant de l'établissement, puis faire rapport de ses conclusions au directeur, Réseau de programmes.

Lorsque l'établissement obtient, durant deux séries de tests consécutives, des résultats où le nombre de tests positifs pour Salmonella dépasse, pour chaque série de tests, le nombre maximal de tests positifs par série de tests (nombre supérieur à la valeur « c »), une troisième et dernière série de tests est requise. La date à laquelle doit commencer la troisième série de tests est communiquée à l'établissement par le directeur, Réseau de programmes. Dans la mesure où l'établissement propose dans son plan d'action un délai raisonnable pour la mise en oeuvre des modifications à son système HACCP et que

l'établissement respecte son plan d'action, le directeur, Réseau de programmes, peut faire commencer la troisième série de tests à une date suivant la mise en oeuvre et la validation des modifications au système HACCP ainsi que la vérification et la reconnaissance de ces modifications par l'ACIA.

La troisième série de tests doit être effectuée de la même manière que les deux premières. Cela vaut aussi pour l'analyse des résultats. Si, durant la troisième série de tests, le nombre total de tests positifs pour Salmonella ne dépasse pas le nombre maximal de tests positifs par série de tests (valeur « c »), aucun autre test n'est requis durant l'année sur la catégorie de produits visée. Dans le cas contraire, voir U.2.2.6.

U.2.2.6 Mesures à prendre si, pour la troisième série de tests, le nombre de résultats positifs dépasse le nombre maximal de tests positifs par série de tests (valeur « c »)

Si le nombre de tests positifs pour Salmonella dépasse le nombre maximal de tests positifs par série de tests (valeur « c »), l'établissement doit avertir immédiatement le v/i-c. Cette situation est considérée comme étant un indice d’une forte probabilité d'une défaillance probable des plans HACCP de l'établissement pour la catégorie de produits visée/échantillonnée ainsi que de graves lacunes dans le fonctionnement global de l'établissement. En pareil cas, le v/i-c doit immédiatement informer le directeur, Réseau de programmes, qui, à son tour, doit avertir le directeur, Division des aliments d'origine animale (DAOA) qui retirera l’établissement de la liste des établissements éligibles à exporter aux É.-U.A. conformément à la section Q.3.3.

Un audit complet du système HACCP/PASA de l’établissement sera effectué à l'établissement et une enquête en profondeur sera menée en parallèle par une équipe constituée de représentants du Réseau de programmes travaillant pour le compte de l'administration centrale. Ces activités doivent se dérouler aussitôt que le nombre de résultats positifs pour Salmonella dépasse le nombre maximal de tests positifs par série de tests (valeur « c ») et ce, même si la série de tests n'est pas terminée.

L'enquête en profondeur vise à déterminer les causes des résultats insatisfaisants répétés et à évaluer si l'établissement satisfait aux exigences à l'exportation du USDA ainsi qu'aux exigences canadiennes. L'équipe chargée de l'enquête doit faire rapport de ses conclusions au directeur, DAOA.

U.2.3 Vérification du matériel d'échantillonnage

Le prélèvement des échantillons doit être effectué par la personne désignée dans le protocole écrit de l'établissement. Avant de commencer l'échantillonnage, il faut réunir les fournitures d'échantillonnage nécessaires, telles que les gants stériles, les solutions stériles, le savon à main, les solutions désinfectantes, etc., ainsi que le matériel nécessaire à l'échantillonnage de différents types de carcasses (éponges à spécimens en sacs, gabarits pour l'échantillonnage des carcasses de boeuf ou de porc, p. ex.).

Lorsqu’on emploie des éponges, une vérification des éponges quant à leur convenance doit avoir été faite. Les éponges ne doivent pas avoir de propriétés antimicrobiennes susceptibles de réduire les dénombrements bactériens. Chaque nouveau lot doit être certifié par le fournisseur (p. ex., lettre de garantie) ou doit faire l'objet d'une vérification maison.

De telles vérifications consistent d'ordinaire à immerger une éponge pendant un certain nombre d’heures dans une solution de transport ensemencée (p. ex., eau peptonée tamponnée) afin de simuler les conditions d'expédition. La solution qui contient un nombre connu de bactéries est ensuite mise en culture dans le but de vérifier si le nombre de bactéries a diminué de façon importante. Si c’est le cas, cela signifie que l'éponge contient des substances bactéricides.

Pour l'échantillonnage des carcasses de boeuf et de porc, un gabarit est nécessaire pour délimiter la région à échantillonner. Le gabarit peut être fait de métal ou de papier d'aluminium, de papier brun, de plastique souple, etc. Certains gabarits jetables sont stérilisés et préemballés individuellement. Pour

fabriquer un gabarit réutilisable, découper un carré de 10 cm x 10 cm dans une feuille plus grande que la région à échantillonner. (Voir l'annexe T, section T.2.12, figure 1.) Si un gabarit réutilisable est employé, il est nécessaire de le stériliser avec une solution désinfectante approuvée [une solution d'hypochlorite (eau de javel) ou de l'alcool, p. ex.]. Cependant, le gabarit doit être entièrement sec avant d'être appliqué sur la carcasse. Les gabarits de papier d'aluminium ou de papier ne peuvent être utilisés qu'une seule fois; il faut donc les jeter après usage. Le papier d'aluminium utilisé pour la fabrication de gabarits doit être entreposé de manière à prévenir toute contamination.

Étant donné que la région délimitée par le gabarit est échantillonnée, il faut prendre soin de ne pas toucher cette région avec autre chose que l'éponge à spécimens. L'utilisation de matériel sale ou contaminé peut mener à des résultats erronés. Si un autoclave est disponible, les gabarits de papier ou de papier d'aluminium peuvent être enroulés dans du papier autoclavable et stérilisés.

Les solutions d'échantillonnage stériles d’eau peptonée tamponnée (EPT) peuvent être entreposées à la température ambiante. Toutefois, au moins une journée avant le prélèvement des échantillons, il faut vérifier si les solutions sont limpides. NE PAS utiliser de solutions brouillées, troubles ou renfermant des particules. Placer au réfrigérateur le nombre de contenants de solution d'échantillonnage (EPT) requis pour la prochaine journée d'échantillonnage. S'assurer que les contenants d'expédition, les blocs réfrigérants et les documents d'expédition sont préparés de la façon exigée.

U.2.4 Sélection aléatoire des échantillons

Les procédures écrites de l'exploitant doivent clairement expliquer comment le personnel de l'établissement procède à la sélection aléatoire des échantillons à analyser. Le recours à des tables de nombres aléatoires ou à des systèmes semblables (ordinateur, calculatrice, pige de cartes, etc.) est obligatoire. Pour s'assurer que toutes les carcasses (ou les produits hachés) ont une chance égale d'être choisies, il faut :

1. que le MOMENT d'échantillonnage soit déterminé au hasard (on peut également choisir au hasard un numéro séquentiel de carcasse);
2. que le SITE d'échantillonnage soit déterminé au hasard (s'il y a plusieurs sites possibles); voir les exemples ci-après :
   • Dans le cas de carcasses de boeuf ou de porc à sélectionner à l'intérieur des chambres froides (12 heures ou plus après l'abattage) ou, encore, sur des chaînes de transfert, sur des chaînes de classement ou sur toute autre chaîne : il faut choisir au hasard la chambre froide et le site à l'intérieur de la chambre froide où une carcasse doit être sélectionnée pour la période d'échantillonnage (p. ex., une journée de production); il faut AUSSI choisir au hasard la demi-carcasse ou le côté de carcasse à échantillonner.
   • Dans le cas de carcasses de volaille à sélectionner après le refroidissement, à la fin de la chaîne d'égouttage ou au dernier point facilement accessible avant l'emballage^{2 et} : il faut choisir au hasard le refroidisseur/la chaîne d'égouttage/la chaîne d'emballage où un échantillon doit être sélectionné pour la période d'échantillonnage (p. ex., une journée de production).
   • Dans le cas de produits crus hachés, si plusieurs hachoirs sont utilisés : il faut choisir au hasard le hachoir où l’échantillon sera prélevé pour la période d'échantillonnage (p. ex., une journée de production). On ne doit prélever l’échantillon de produits crus hachés qu’après le procédé de hachage et – si possible, avant l'ajout d'épices ou d'assaisonnements – mais avant l'emballage final.
3. que la procédure ci-après soit suivie lorsque l'on doit sélectionner une DEMI-CARCASSE ou une CARCASSE à un moment et/ou à un site d'échantillonnage déterminé au hasard (on pourra ainsi éliminer tout biais possible et assurer la sélection aléatoire des demi-carcasses de boeuf, des carcasses de porc ou des carcasses de volaille).

Après avoir identifié la demi-carcasse ou la carcasse sélectionnée au hasard à partir du point pré-déterminé, compter à rebours cinq (5) demi-carcasses/carcasses et sélectionner la demi-carcasse/carcasse qui suit pour l'échantillonnage. Chaque demi-carcasse/carcasse doit avoir une chance égale d'être sélectionnée. En comptant à rebours cinq demi-carcasses, on évite tout biais possible au moment de la sélection.

De plus, dans le cas des carcasses de volaille SEULEMENT : étant donné que seules des carcasses ENTIÈRES (non parées) doivent être échantillonnées, si la cinquième carcasse n'est pas une carcasse ENTIÈRE (non parée), compter à rebours cinq carcasses de plus pour la sélection de l'échantillon. Répéter au besoin.

Si l'établissement fonctionne avec plusieurs quarts de travail, l'échantillon peut être prélevé durant n'importe quel quart, sous réserve que les exigences susmentionnées (MOMENT, SITE et CARCASSE) soient respectées.

U.2.5 Techniques d'asepsie/échantillonnage aseptique

La présence d'organismes étrangers qui se trouvent dans l'environnement, sur les mains, les vêtements, les contenants d'échantillons, les instruments utilisés pour le prélèvement, etc. peut fausser les résultats. Il faut donc utiliser des techniques de travail rigoureuses pour effectuer les prélèvements microbiologiques, et il est capital d'utiliser des techniques d'échantillonnage aseptiques ainsi que de l'équipement et des fournitures propres et assainis.

Il devrait y avoir un endroit prévu pour la préparation des fournitures et du matériel nécessaires à l'échantillonnage. Il serait utile d'avoir un chariot ou une table en acier inoxydable muni de roues pour procéder à l'échantillonnage. Un petit chariot ou un panier de manutention pourrait être déplacé jusqu'au site d'échantillonnage et utilisé pour transporter les fournitures, déposer les sacs d'échantillons lorsqu'on ajoute une solution stérile aux sacs d'échantillons, etc.

Le port des gants stériles est requis pour le prélèvement des échantillons. Les seuls articles qui peuvent entrer en contact avec la surface extérieure du gant sont l'échantillon qui est en train d'être prélevé et l'instrument utilisé pour le prélèvement (éponge). Il ne faut pas oublier que les surfaces extérieures du contenant d'échantillon ne sont pas stériles. Il ne faut pas toucher la surface intérieure des contenants d'échantillons stériles. Il ne faut toucher à rien d'autre. On peut utiliser la méthode suivante pour mettre les gants stériles lorsqu'on prélève des échantillons.

a) Ouvrir l'emballage des gants stériles à partir du haut sans contaminer l’extérieur des gants, c'est-à-dire sans les toucher ou respirer sur ceux-ci.

b) Retirer le premier gant de l'emballage en le prenant au niveau de l'ouverture du poignet, par l’intérieur. Éviter tout contact avec l'extérieur du gant. Introduire la main lavée et assainie dans le gant, en prenant soin de ne pas le perforer.

c) Retirer l’autre gant en le prenant au niveau de la manchette, par l’extérieur. Éviter de contaminer l’extérieur du premier gant en tirant sur le second gant pour le mettre. Éviter tout contact des gants avec le visage, la peau, le linge et les autres surfaces contaminées.

d) Si vous pensez que le gant aurait pu être contaminé, le jeter et recommencer à l'étape a) ci-dessus.

U.2.5.1 Préparatifs d'échantillonnage

Avant de commencer à prélever des échantillons, il importe de passer en revue les différentes étapes d'échantillonnage, les méthodes de sélection aléatoire et toute autre information qui vous aidera dans la collecte d'échantillons.

La veille du prélèvement des échantillons, après vous être assuré que les solutions stériles ne sont pas troubles, placer le nombre de contenants d'EPT dont vous aurez besoin le lendemain dans le réfrigérateur ou la chambre froide. Si les échantillons doivent être expédiés à un laboratoire de l'extérieur, il faut réfrigérer le contenant d'expédition et les blocs réfrigérants.

Le jour de l'échantillonnage, recueillir tous les sacs, les gants stériles, la solution d'assainissement, le savon à mains, les solutions stériles pour l'échantillonnage et le matériel indiqué dans la section (i) Matériel de la partie sur le prélèvement d'échantillons se rapportant au type de carcasse ou de produit haché à échantillonner. Il faut s'assurer qu'on a à portée de la main toutes les fournitures nécessaires avant de commencer le prélèvement d'échantillons.

Il faut étiqueter les sacs d'échantillons avant de procéder à l'échantillonnage. Il importe d'utiliser à cette fin de l'encre permanente. Si l'on utilise des étiquettes en papier, il faut apposer celles-ci sur les sacs à la température ambiante, car elles ne colleront pas si elles sont appliquées dans la chambre froide.

Il faut enlever les vêtements extérieurs (blouses, gants, casque protecteur, etc.) portés ailleurs dans l'établissement avant d'entrer dans le lieu où l'on effectuera l'échantillonnage ou de se préparer à prélever les échantillons. Il faut remplacer les vêtements enlevés précédemment par des vêtements propres (p. ex., un sarrau) qui n'ont pas été exposés directement aux parties de l'abattoir qui se trouvent à l'extérieur de l'endroit où l'on effectue l'échantillonnage.

Il faut assainir les surfaces du lieu de travail où l'on effectue à l'échantillonnage en les essuyant avec une serviette en papier propre ou un chiffon jetable qui a été trempé dans une solution contenant 500 ppm (parties par million) d'eau de Javel (0,05 % d'hypochlorite de sodium) ou une autre solution d'assainissement approuvée qui fournit une concentration de chlore disponible équivalente. Il faut essuyer tout liquide qui se trouve sur les surfaces de l'aire de travail avant d'y déposer les fournitures utilisées pour l'échantillonnage et/ou les contenants de produits.

Avant de procéder à l'échantillonnage, il faut se laver et se brosser à fond les mains jusqu'au milieu de l'avant-bras avec un savon bactéricide. Si possible, celui-ci devrait contenir un agent désinfectant offrant l'équivalent de 50 ppm de chlore disponible. Pour s'essuyer les mains, il faut utiliser des serviettes en papier jetables.

U.2.5.2 Procédures d'échantillonnage détaillées

Les procédures d'échantillonnage décrites aux paragraphes ci-après doivent être utilisées aux fins du dépistage de Salmonella. Elles sont tirées des procédures que le FSIS utilise pour ses activités de prélèvement aux États-Unis. Afin de prévenir la contamination des échantillons et assurer l’uniformité nationale des résultats, il importe de se conformer rigoureusement à ces procédures.

U.2.5.2.1 Méthode de prélèvement d’échantillons – Produit cru haché

Cette méthode s’applique au boeuf haché, au poulet haché, au dindon haché. Elle s’applique également aux saucisses de porc fraîches.

(i) Matériel

1. Deux sacs stériles de type auto-scellant (Ziplock), sacs pour Stomacher, ou l'équivalent.
2. Gants stériles.
3. Attache autoblocante (tie-wrap) en plastique ou gros élastique (pour attacher le sac).

(ii) Prélèvement

S’assurer que tout le matériel est sur place et facilement accessible. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir l'échantillon. Le prélèvement du produit haché cru se fait après le procédé de hachage et, autant que possible, avant l’addition des épices et assaisonnements, mais avant l’emballage

1. Mettre une paire de gants stériles.
2. Prélever de façon aseptique 250 grammes de produit cru haché, autant que possible avant l’ajout des assaisonnements ou des épices, mais avant l’emballage final (l'échantillon doit correspondre à peu près à une boule de la taille d’une orange). Placer l’échantillon dans le premier sac stérile en veillant à ne pas en contaminer l’intérieur avec le gant.
3. Fermer le sac de façon étanche en torsadant la partie supérieure, puis en l’attachant avec l’attache autoblocante ou l’élastique ou, encore, en refermant le scellé du sac.
4. Mettre ce sac à l’intérieur du second sac. Refermer hermétiquement ce deuxième sac.
5. Expédier l’échantillon au laboratoire conformément aux exigences décrites à la section U.2.6 « Expédition des échantillons ».

U.2.5.2.2 Méthode de prélèvement d’échantillons – Demi-carcasses de boeuf

(i) Matériel

1. Éponge à spécimens stérile dans un sac stérile à languettes métalliques, ou l'équivalent.
2. 10 mL d’eau peptonée tamponnée (EPT) stérile.
3. Sac stérile de type auto-scellant (Ziplock), sac pour Stomacher, ou l’équivalent.
4. Gabarit pour une zone de prélèvement de 100 cm².
5. Gants stériles.
6. Échelle montée sur roues, plate-forme d'échantillonnage ou escabeau.
7. Solution d'assainissement.
8. Petit chariot ou panier de manutention pour le transport des fournitures.

(ii) Prélèvement

Lire les sections U.2.3 « Vérification du matériel d'échantillonnage » et U.2.5.1 « Préparatifs d'échantillonnage » avant de commencer l'échantillonnage. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir la demi-carcasse à échantillonner (numéro séquentiel de carcasse ou site d'échantillonnage choisi au hasard).

Utiliser une éponge à spécimens (ces éponges sont habituellement vendues déshydratées et pré-emballées dans un sac stérile) pour prélever les trois échantillons sur la carcasse (flanc, poitrine et croupe – voir l’annexe T, section T.2.12, figure 2). Il importe d'éponger les régions à échantillonner en commençant par les moins contaminées pour éviter de propager toute contamination.

L'échantillonnage superficiel non destructif doit être exécuté de la façon suivante.

1. Veiller à ce que tous les sacs aient été pré-étiquetés et à ce que toutes les fournitures se trouvent à portée de la main, notamment le gabarit d'échantillonnage. (Il serait utile de pouvoir compter sur un assistant pendant le processus d'échantillonnage.)
2. Placer l'échelle, la plate-forme ou l'escabeau près de la carcasse de manière que la zone à échantillonner sur la croupe (voir l’annexe T, section T.2.12, figure 2) soit facilement accessible à partir de l'échelle.
3. SI l'on utilise un gabarit réutilisable, il faut l'immerger dans une solution d'assainissement approuvée pendant au moins une à deux minutes. Juste avant d'essuyer la première région à échantillonner sur la carcasse (étape 13), retirer le gabarit de la solution. Secouer TOUT surplus de solution de l'instrument et prendre garde de ne pas contaminer la partie du gabarit qui sera en contact avec la carcasse.
4. Repérer les régions à échantillonner sur le flanc, la poitrine et la croupe à l'aide des illustrations et des instructions présentées à l’annexe T, section T.2.12, figure 2 (zones d'échantillonnage sur la carcasse de boeuf).
5. Tout en tenant le sac contenant l'éponge par la languette, déchirer la bande perforée transparente qui se trouve à la partie supérieure du sac.
6. Enlever le bouchon de la bouteille d’EPT stérile, tout en prenant soin de ne pas toucher le goulot.
7. Verser soigneusement le contenu de la bouteille d’EPT stérile (environ 10 mL) dans le sac afin d'humecter l'éponge.
8. Refermer le sac en ramenant les deux languettes ensemble. Avec les mains, appliquer de la pression à l'extérieur du sac et pétrir doucement l'éponge jusqu'à ce qu'elle soit COMPLÈTEMENT HYDRATÉE (humectée).
9. En laissant le sac fermé, pousser doucement l'éponge humectée vers la partie supérieure du sac en ramenant une extrémité étroite de l'éponge vers l'ouverture du sac. Il NE FAUT PAS ouvrir le sac ou toucher l'éponge avec les doigts. Tout en tenant le sac, retirer tout surplus de liquide de l'éponge en la pressant avec les mains de l'extérieur du sac. L'éponge doit encore se trouver complètement à l'intérieur du sac.
10. Ouvrir le sac contenant l'éponge en prenant soin de ne pas toucher la surface intérieure du sac avec les doigts. La languette en métal qui se trouve à la partie supérieure du sac devrait maintenir le sac ouvert. Mettre le sac de côté.
11. Mettre une paire de gants stériles.
12. Retirer délicatement l'éponge humectée du sac avec le pouce, l'index et le majeur de la main utilisée pour effectuer le prélèvement.
13. Avec l'autre main, saisir l'extrémité extérieure du gabarit en prenant soin de ne pas contaminer les bords intérieurs qui délimitent la zone d'échantillonnage.
14. Repérer la zone à échantillonner sur le flanc (voir annexe T, section T.2.12, figure 2). Placer le gabarit sur cette zone.
15. Maintenir le gabarit en place avec une main gantée (il ne faut pas oublier que seule l'éponge doit toucher la zone à échantillonner. Il faut prendre soin de ne pas contaminer cette région avec les mains.)
16. Avec l'autre main, passer l'éponge sur la zone délimitée par le gabarit (10 cm x 10 cm) environ dix fois à la verticale et dix fois à l'horizontale. Il faut éviter de toucher le gabarit, surtout s'il a été traité avec un agent antimicrobien. La pression à appliquer correspond à celle que vous exerceriez pour essuyer du sang séché sur la carcasse. Il faut cependant éviter d'appuyer trop fort afin de ne pas abîmer l'éponge. (Nota : Il peut être nécessaire de faire basculer le gabarit d'un côté à l'autre pendant l'épongeage étant donné que la surface de la carcasse n'est pas plane. Cela permet de s'assurer que la région épongée correspond à 100 cm².)
17. Répéter les étapes 14 à 16 pour la région de la poitrine en utilisant la MÊME face de l'éponge que celle utilisée pour essuyer la région du flanc.
18. Après avoir épongé la poitrine, prendre le gabarit avec la main qui tient l'éponge. Il faut éviter de contaminer l'éponge ou les bords intérieurs du gabarit.
19. Monter dans l'échelle ou sur la plate-forme en tenant la rampe avec la main utilisée pour tenir le gabarit. Une fois à la hauteur nécessaire pour échantillonner la croupe, reprendre le gabarit dans la main utilisée pour tenir la rampe en veillant à ne pas contaminer les bords intérieurs du gabarit.
20. Répéter les étapes 14 à 16 pour la région de la croupe en utilisant la face « propre » de l'éponge (c.-à-d., le côté qui N'A PAS été utilisé préalablement pour éponger les régions du flanc et de la poitrine).
21. Après avoir essuyé la région de la croupe, replacer soigneusement l'éponge dans le sac en prenant soin de ne pas toucher l'extérieur du sac avec celle-ci.
22. Redescendre l'échelle en tenant la rampe.
23. Évacuer le surplus d'air du sac et replier le rebord supérieur de celui-ci trois ou quatre fois afin de le refermer. Pour maintenir le sac fermé, il faut replier les languettes contre le sac. Placer le sac fermé dans un deuxième sac et bien refermer celui-ci.
24. Expédier l’échantillon au laboratoire conformément aux exigences décrites à la section U.2.6 « Expédition des échantillons ».

U.2.5.2.3 Méthode de prélèvement d'échantillons – Carcasses de porc

(i) Matériel

1. Éponge à spécimens stérile dans un sac stérile à languettes métalliques, ou l'équivalent.
2. 10 mL d’eau peptonée tamponnée (EPT) stérile.
3. Sac stérile de type auto-scellant (Ziplock), sac pour Stomacher, ou l’équivalent
4. Gabarit pour une zone de prélèvement de 100 cm².
5. Gants stériles.
6. Échelle montée sur roues, plate-forme d'échantillonnage ou escabeau.
7. Solution d'assainissement.
8. Petit chariot ou panier de manutention pour le transport des fournitures.

(ii) Prélèvement

Lire les sections U.2.3 « Vérification du matériel d'échantillonnage » et U.2.5.1 « Préparatifs d'échantillonnage » avant de commencer l'échantillonnage. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir la demi-carcasse à échantillonner (numéro séquentiel de carcasse ou site d'échantillonnage choisi au hasard).

Utiliser une éponge à spécimens (ces éponges sont habituellement vendues déshydratées et pré-emballées dans un sac stérile) pour prélever les trois échantillons sur la carcasse (poitrine, fesse et bajoue – voir l’annexe T, section T.2.12, figure 3). Il importe d'éponger les régions à échantillonner en commençant par les moins contaminées de manière à éviter de propager toute contamination.

L'échantillonnage superficiel non destructif doit être exécuté de la façon suivante.

1. Veiller à ce que tous les sacs aient été pré-étiquetés et à ce que toutes les fournitures se trouvent à portée de la main, notamment le gabarit d'échantillonnage. (Il serait utile de pouvoir compter sur un assistant pendant le processus d'échantillonnage.)
2. Placer l'échelle, la plate-forme ou l'escabeau près de la carcasse de manière que la zone à échantillonner sur la fesse (annexe T, section T.2.12, figure 3) soit facilement accessible à partir de l'échelle.
3. SI l'on utilise un gabarit réutilisable, il faut l'immerger dans une solution d'assainissement approuvée pendant au moins une à deux minutes. Juste avant d'essuyer la première région à échantillonner sur la carcasse (étape 13), retirer le gabarit de la solution. Secouer TOUT le surplus de solution de l'instrument et prendre garde de ne pas contaminer la partie du gabarit qui sera en contact avec la carcasse.
4. Repérer les régions à échantillonner sur la poitrine, la fesse et la bajoue à l'aide des illustrations et des instructions présentées à l’annexe T, section T.2.12, figure 3 (zones d'échantillonnage sur la carcasse de porc).
5. Tout en tenant le sac contenant l'éponge par la languette, déchirer la bande perforée transparente qui se trouve à la partie supérieure du sac et ouvrir le sac.
6. Enlever le bouchon de la bouteille d'EPT stérile, tout en prenant soin de ne pas toucher le goulot.
7. Verser soigneusement le contenu de la bouteille d'EPT stérile (environ 10 mL) dans le sac afin d'humecter l'éponge.
8. Refermer le sac en ramenant les deux languettes ensemble. Avec les mains, appliquer de la pression à l'extérieur du sac et pétrir doucement l'éponge jusqu'à ce qu'elle soit COMPLÈTEMENT HYDRATÉE (humectée).
9. En laissant le sac fermé, pousser doucement l'éponge humectée vers la partie supérieure du sac en ramenant une extrémité étroite de l'éponge vers l'ouverture du sac. IL NE FAUT PAS ouvrir le sac ou toucher l'éponge avec les doigts. Tout en tenant le sac, retirer tout surplus de liquide de l'éponge en la pressant avec les mains de l'extérieur du sac. L'éponge doit encore se trouver complètement à l'intérieur du sac.
10. Ouvrir le sac en prenant soin de ne pas toucher la surface intérieure de celui-ci avec les doigts. La languette en métal qui se trouve à la partie supérieure du sac devrait maintenir le sac ouvert. Mettre le sac de côté.
11. Mettre une paire de gants stériles.
12. Retirer délicatement l'éponge humectée du sac avec le pouce, l'index et le majeur de la main que vous utiliserez pour effectuer le prélèvement.
13. Avec l'autre main, saisir l'extrémité extérieure du gabarit en prenant soin de ne pas contaminer les bords intérieurs qui délimitent la zone d'échantillonnage.
14. Repérer la zone à échantillonner sur la poitrine (annexe T, section T.2.12, figure 3). Placer le gabarit sur cette zone.
15. Maintenir le gabarit en place avec une main gantée (il ne faut pas oublier que seule l'éponge doit toucher la zone à échantillonner. Il faut prendre soin de ne pas contaminer cette région avec les mains).
16. Avec l'autre main, passer l'éponge sur la zone délimitée par le gabarit (10 cm x 10 cm) environ dix fois à la verticale et dix fois à l'horizontale. Il faut éviter de toucher le gabarit, surtout s'il a été traité avec un agent antimicrobien. La pression à appliquer correspond à celle que vous exerceriez pour essuyer du sang séché sur la carcasse. Il faut cependant éviter d'appuyer trop fort afin de ne pas abîmer l'éponge. (Nota : Il peut être nécessaire de faire basculer le gabarit d'un côté à l'autre pendant l'épongeage étant donné que la surface de la carcasse n'est pas plane. Cela permet de s'assurer que la région épongée correspond à 100 cm².)
17. Après avoir essuyé la poitrine, prendre le gabarit dans la main qui tient l'éponge tout en prenant soin de ne pas contaminer l'éponge ni les bords intérieurs du gabarit délimitant la zone d'échantillonnage.
18. Monter dans l'échelle ou sur la plate-forme en tenant la rampe avec la main utilisée pour tenir le gabarit. Une fois à la hauteur nécessaire pour échantillonner la fesse, reprendre le gabarit dans la main utilisée pour tenir la rampe en veillant à ne pas contaminer l'éponge, ni les bords intérieurs du gabarit.
19. Répéter les étapes 14 à 16 pour la région de la fesse en utilisant la MÊME face de l'éponge que celle utilisée pour essuyer la région de la poitrine.
20. Après avoir épongé la région de la fesse, prendre le gabarit avec la main qui tient l'éponge. Il faut éviter de contaminer l'éponge ou les rebords intérieurs du gabarit.
21. Redescendre l'échelle en tenant la rampe.
22. Reprendre le gabarit dans la main utilisée pour tenir la rampe en veillant à ne pas contaminer l'éponge ni les bords intérieurs du gabarit.
23. Répéter les étapes 14 à 16 pour la région de la bajoue en utilisant la surface « propre » de l'éponge (c.-à-d., le côté qui N'A PAS été utilisé préalablement pour éponger les régions de la poitrine et de la fesse).
24. Après avoir essuyé la région de la bajoue, replacer soigneusement l'éponge dans le sac en prenant soin de ne pas toucher l'extérieur du sac avec celle-ci.
25. Évacuer le surplus d'air qui se trouve dans le sac contenant l'éponge et replier le rebord supérieur trois ou quatre fois afin de le refermer. Pour maintenir le sac fermé, il faut replier les languettes contre le sac. Placer le sac dans un deuxième sac et bien refermer celui-ci.
26. Expédier l’échantillon au laboratoire conformément aux exigences décrites à la section U.2.6 « Expédition des échantillons ».

U.2.5.2.4 Méthode de prélèvement d'échantillons – Carcasses de poulet

(i) Matériel

1. Deux sacs stériles d’une capacité de 3 500 millilitres (mL) pour Stomacher, sacs de type auto-scellant (Ziplock), ou l'équivalent. (Ces sacs doivent être stériles et suffisamment grands pour contenir la carcasse pendant le rinçage.)
2. 400 mL d’eau peptonée tamponnée (EPT) stérile.
3. Attaches autoblocantes (tie-wrap) en plastique ou l'équivalent (si elles sont nécessaires pour fermer les sacs).
4. Gants stériles.

(ii) Prélèvement

Lire les sections U.2.3 « Vérification du matériel d'échantillonnage » et U.2.5.1 « Préparatifs d'échantillonnage » avant de commencer l'échantillonnage. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir la demi-carcasse à échantillonner. L'oiseau sélectionné au hasard doit être prélevé après le refroidisseur, à la fin de la chaîne d'égouttage. Voici comment il faut procéder.

1. Rassembler toutes les fournitures nécessaires à l'échantillonnage et veiller à ce qu'elles soient étiquetées. Il serait utile de pouvoir compter sur un assistant pendant le processus d'échantillonnage.
2. Ouvrir le sac sans toucher l'intérieur qui est stérile. (On peut ouvrir facilement le sac en roulant les extrémités de celui-ci entre le pouce et l'index.)
3. Mettre les gants stériles.
4. Avec une main, pousser sur le fond du sac d'échantillonnage de manière à former un « gant » sur la main que vous utiliserez pour saisir la volaille, puis utiliser l'autre main pour recouvrir du sac la main qui saisira la volaille. Au cours de cette étape, il faut veiller à ne pas toucher la partie intérieure du sac qui est exposée.
5. À l'aide de la main recouverte du sac, saisir la volaille par les pattes (jarrets) à travers le sac. (Le sac tient lieu de gant lorsqu'on saisit les pattes de la volaille.) Il faut prendre soin de ne pas contaminer la partie intérieure exposée du sac. Il faut laisser évacuer tout excédent de liquide avant de retourner le sac sur la volaille. (On peut également demander à un assistant de tenir le sac ouvert. À l'aide de votre main gantée, saisir la volaille par les pattes, laisser écouler tout liquide et placer la volaille dans le sac d'échantillonnage.)
6. Placer le fond du sac sur une surface plane. Tout en tenant la partie supérieure du sac légèrement ouverte, ajouter la solution stérile d'EPT (400 mL) dans le sac en versant celle-ci sur la volaille. (Procédure de rechange : On peut également ajouter la solution stérile d'EPT (400 mL) dans le sac en versant la solution sur la volaille pendant qu'un assistant tient le sac ouvert.)
7. Évacuer la plus grande partie de l'air contenu dans le sac puis refermer le sac. Tout en tenant fermement le sac, rincer la volaille à l'intérieur et à l'extérieur en la secouant une trentaine de fois (environ une minute). Pour ce faire, on tient la volaille à travers le fond du sac d'une main et la partie supérieure du sac qui est fermée de l'autre. Il faut tenir solidement la volaille et la faire passer d'une main à l'autre, en faisant porter le poids alternativement dans une main puis dans l'autre (comme si vous dessiniez un arc-en-ciel ou un arc invisible), en vous assurant que toutes les surfaces (intérieures et extérieures de la carcasse) sont rincées.
8. Déposer le sac sur une surface plane et, en empêchant la carcasse de tomber, ouvrir le sac.
9. Avec une main gantée, retirer la carcasse du sac. Étant donné que la carcasse a été rincée avec une solution stérile, elle peut être retournée à la cuve de refroidissement. Il faut veiller à ne pas toucher l'intérieur du sac avec la main gantée.
10. Bien refermer le sac afin d'éviter que le liquide de rinçage ne s'écoule ou ne devienne contaminé. (Procédure de rechange  : On peut également verser au moins 30 mL du liquide de rinçage dans un contenant étanche stérile qui sera envoyé au laboratoire pour analyse.)
11. Placer le sac d'échantillonnage (ou le contenant étanche) dans un autre sac et bien refermer le sac extérieur.
12. Expédier l’échantillon au laboratoire conformément aux exigences décrites à la section U.2.6 « Expédition des échantillons ».

U.2.5.2.5 Méthode de prélèvement d’échantillons – Carcasses de dindon

Note: La norme de rendement relative aux carcasses de dindons n’a pas encore été publiée. La procédure qui suit est présentée à titre d’information seulement. Elle sera probablement modifiée pour permettre l’écouvillonnage des carcasses de dindons plutôt que le rinçage décrit ci-après.

(i) Matériel

1. Un sac stérile d’une capacité de 3 500 mL pour Stomacher, un sac de type auto-scellant (Ziplock), ou l'équivalent. (Le sac doit être stérile et suffisamment grand pour contenir la carcasse pendant le rinçage. Les sacs utilisés par le FSIS-USDA mesurent environ 45 x 60 cm. Les gros dindons doivent être placés dans un sac pour autoclave en polypropylène transparent mesurant environ 60 cm x 75-90 cm.)
2. 600 mL d’eau peptonée tamponnée (EPT) stérile.
3. Attaches autoblocantes (tie-wrap) en plastique, élastiques larges, ou l'équivalent, au besoin, pour attacher les sacs d'échantillons.
4. Gants stériles.

(ii) Prélèvement

Lire les sections U.2.3 « Vérification du matériel d'échantillonnage » et U.2.5.1 « Préparatifs d'échantillonnage » avant de commencer l'échantillonnage. S'assurer que toutes les fournitures sont à la portée de la main et aisément accessibles. Un assistant devra tenir le sac pendant le prélèvement. Utiliser la méthode de sélection aléatoire prédéterminée pour choisir la demi-carcasse à échantillonner. L'oiseau sélectionné au hasard doit être prélevé après le refroidisseur, à la fin de la chaîne d'égouttage. Voici comment il faut procéder.

1. Veiller à ce que toutes les fournitures nécessaires à l'échantillonnage soient à portée de la main et aisément accessibles. Il serait utile de pouvoir compter sur un assistant chargé de tenir le sac pendant l'échantillonnage.
2. Demander à un assistant d'ouvrir le grand sac (servant au rinçage de la carcasse) et d'être prêt à recevoir la carcasse de dindon. (On peut ouvrir le sac en roulant les extrémités supérieures de celui-ci entre le pouce et l'index). Procédure de rechange : Si l'on ne peut compter sur l'aide d'un assistant, il suffit de placer le grand sac d'échantillonnage fermé dans un seau (p. ex., utiliser le sac pour doubler le seau comme si vous installiez un sac dans une poubelle), puis d'ouvrir le sac. Le seau sera utilisé comme support pour retenir le sac. Veiller à ne pas contaminer les faces intérieures du sac d'échantillonnage.
3. Mettre les gants stériles.
4. Retirer le dindon de la chaîne d'égouttage en le saisissant par les pattes et en laissant s'écouler tout liquide qui se trouve dans la cavité.
5. Placer la carcasse de dindon dans un sac d'échantillonnage stérile, le côté du cloaque vers le haut. Seule la carcasse doit entrer en contact avec l'intérieur du sac.
6. Manipuler la peau lâche du cou à travers le sac et en recouvrir les os du cou de manière à prévenir la perforation du sac. L'assistant doit soutenir la carcasse en tenant le fond du sac d'une main.
7. Tout en tenant le fond du sac, l'assistant doit ouvrir le sac de l'autre main. Procédure de rechange : On peut également déposer le fond du sac sur une surface assainie (p. ex., une table) et, tout en soutenant la carcasse dans le sac, ouvrir celui-ci de l'autre main.
8. Ajouter la solution d’EPT stérile (600 mL) dans le sac, en la versant sur la volaille.
9. Prendre le sac des mains de l'assistant et en expulser tout surplus d'air, puis refermer le sac. Tout en tenant fermement le sac, rincer l'intérieur et l'extérieur de la volaille en la secouant une trentaine de fois (environ une minute). Pour ce faire, il faut tenir la carcasse à travers le sac d'une main et le côté fermé du sac de l'autre. Tout en tenant le dindon fermement avec les deux mains, il faut le faire passer d'une main à l'autre en décrivant un arc (comme si on traçait un arc-en-ciel invisible), en s'assurant que toutes les surfaces (intérieures et extérieures de la carcasse) sont rincées.
10. Remettre le sac à l'assistant.
11. Avec une main gantée, retirer la carcasse du sac en laissant s'égoutter tout excès de liquide dans le sac. Étant donné que la carcasse a été rincée avec une solution stérile, elle peut être remise dans la cuve de refroidissement. Il faut veiller à ne pas toucher l'intérieur du sac avec votre main gantée.
12. Expulser tout surplus d'air, en prenant soin de ne pas laisser s'écouler le liquide de rinçage. Refermer le dessus du sac afin d'empêcher que le liquide de rinçage ne s'écoule ou ne devienne contaminé. Procédure de rechange :  On peut également verser au moins 30 mL du liquide de rinçage dans un contenant étanche stérile qui sera envoyé au laboratoire pour analyse.
13. Placer le sac d'échantillonnage (ou le contenant étanche) dans un deuxième sac et bien refermer le sac extérieur.
14. Expédier l’échantillon au laboratoire conformément aux exigences décrites à la section U.2.6 « Expédition des échantillons ».

U.2.6. Expédition des échantillons

Les échantillons doivent être expédiés à un laboratoire autorisé à fournir des résultats. Voir la section U.3. Les échantillons doivent être recueillis et expédiés pour analyse tel qu’indiqué à la section U.2.2.1.

L'exploitant de l'établissement doit avoir élaboré des procédures écrites décrivant comment sera assurée la protection de l'échantillon contre les écarts de température et la falsification.

A- Protection contre les écarts de température

Le programme écrit de l'établissement doit décrire les procédures employées pour assurer que la température de l'échantillon à son arrivée au laboratoire soit la plus basse possible (celle-ci ne doit cependant pas atteindre le point de congélation). Les laboratoires ne doivent pas analyser des échantillons dont la température, à leur arrivée au laboratoire, est supérieure à 10 °C. Pour assurer que les échantillons arrivent au laboratoire à une température appropriée, une procédure similaire à celle utilisée par le FSIS (voir les quatre points ci-après) doit être employée.

1. Pré-refroidir le contenant d'expédition en plaçant ce dernier à découvert dans un réfrigérateur au moins une journée avant l'échantillonnage.
2. Placer l'échantillon, déposé au préalable dans un sac double correctement étiqueté, dans le contenant pré-refroidi en position debout pour empêcher tout écoulement. Du papier journal peut être employé pour caler l'échantillon et le maintenir en position debout. S'assurer que l'échantillon est maintenu à la température de réfrigération requise pour prévenir la multiplication de tout microorganisme présent et pour assurer l'exactitude des résultats.
3. Placer une séparation en carton ondulé sur le dessus de l'échantillon. Par la suite, placer un ou des blocs réfrigérants sur le carton ondulé pour éviter que le ou les blocs réfrigérants n'entrent directement en contact avec l'échantillon. Utiliser un nombre suffisant de blocs réfrigérants pour maintenir l'échantillon réfrigéré lors de son expédition vers le laboratoire désigné. Insérer une bourre en mousse et la compresser pour réduire au minimum l'espace libre du contenant.
4. Expédier l'échantillon (au moyen de services de livraison ou de messagerie 24 heures) au laboratoire accrédité.

B- Protection contre la falsification

Le programme écrit de l'établissement sur l'échantillonnage relatif à Salmonella doit décrire les procédures à suivre pour s'assurer que les échantillons soumis au laboratoire privé n'ont pas été falsifiés. Ces procédures devraient comprendre, entre autres, les éléments suivants : procédures de manutention et d'emballage/d'expédition des échantillons, personnel responsable, emplacement de l'échantillon avant son expédition, matériel spécial utilisé à prévenir la falsification (p. ex., scellés).

Le v/i-c doit examiner ces procédures écrites avant le début de l'échantillonnage pour s'assurer que les échantillons ne pourront être falsifiés entre le leur prélèvement et leur analyse. Il appartient également au v/i-c de vérifier si ces activités sont mises en oeuvre d'une manière efficace et conforme aux procédures écrites du programme.

U.3 EXIGENCES LIÉES À L'ACCRÉDITATION DES LABORATOIRES ET MÉTHODES ANALYTIQUES

Laboratoires autorisés à fournir des résultats

Pour être autorisés à fournir des résultats, les laboratoires doivent être accrédités par le Conseil canadien des normes (CCN) et avoir dans leur portée d’accréditation la (les) méthode(s) d’analyse prescrites par le USDA-FSIS. Les méthodes du USDA-FSIS incluent un test de détection rapide (MLG 4C.01 - les vrais négatifs sont obtenus en 24 heures) et un test de confirmation par culture qui doit être utilisée quand des échantillons potentiellement positifs sont identifiés. La méthode de confirmation par culture est décrite ci-dessous mais les laboratoires devraient se référer au site web du USDA-FSIS à l’adresse suivante pour s’assurer que la version la plus récente est utilisée :

http://www.fsis.usda.gov/Science/Microbiological_Lab_Guidebook/index.asp

La dénomination des méthodes dans les portées d’accréditation des laboratoires devrait être la suivante: FSIS Procedure for the Use of the BAX System PCR Assay for screening Salmonella in Raw Meat, Carcass Sponge Samples, Whole Bird Rinses, Ready-to-Eat Meat and Poultry Products, and Pasteurized Egg Products (MGL 4C.01, selon le dernier amendement) et Isolation And Identification of Salmonella From Meat, Poultry And Egg Products (MLG4.03, dernier amendement en vigueur). Les rapports de laboratoire doivent indiquer la (les) méthode(s) USDA-FSIS spécifique(s) utilisée(s).

Une liste des laboratoires accrédités par le CCN est disponible sur le site web du CCN à : http://palcan.scc.ca

U.3.1 Équipement, réactifs et milieux de culture

U.3.1.1 Équipement

1. Instruments stérilisés, soit scalpels, ciseaux, pinces, couteaux, spatules, cuillères, règle ou gabarit, pipettes, boîtes de Pétri, tubes d’essai.
2. Sacs stériles d’une capacité de 3 500 mL pour Stomacher (ou l’équivalent) ou simples sacs autoclavables en polypropylène clair (60 cm x 75-90 cm).
3. Incubateur, 36 ± 1 °C.
4. Incubateur/bain-marie, 42 ± 0,5 °C.
5. Équipement d’homogénéisation mécanique. Un Stomacher, utilisé avec des sacs de plastique stériles, est acceptable. Certains laboratoires préfèrent se servir d’un mélangeur stérile de type Osterizer muni de couteaux et d’adaptateurs stériles utilisables avec des pots Mason stériles.
6. Bain-marie, 48-50 °C.
7. Lamelles, plaques de verre quadrillées en pouces carrés ou lamelles pour agglutination.
8. Balance d’une capacité de 2 000 grammes, d’une sensibilité de 0,1 gramme.
9. Aiguilles et anses à inoculation.
10. Mélangeur de type Vortex.
11. Éponge d'écouvillonnage stérile et sac pour éponge.

U.3.1.2 Réactifs

1. Solution d’iode pour le bouillon au tétrathionate (TT, Hajna)
2. Eau peptonée tamponnée (EPT)
3. Rouge de méthyle
4. Réactif V-P modifié d’O’Meara
5. Réactif de Kovac
6. Chlorure ferrique, solution aqueuse à 10 %
7. Huile minérale stérile
8. Saline à 0,85 %
9. Saline à 0,85 % additionnée de formaline à 0,6 %
10. Antisérum O polyvalent anti- Salmonella
11. Antisérum H polyvalent anti-Salmonella
12. Sérums de groupage O individuels pour les groupes A-I de Salmonella

U.3.1.3 Milieux

1. Eau peptonée tamponnée (EPT)
2. Bouillon au tétrathionate (TT, Hajna)
3. Bouillon de Rappaport-Vassiliadis (RV) (4)—Merck Chemical Co., Cat. 7700 ou l’équivalent
4. Gélose à la sulfapyridine et au vert brillant (BGS; contient 0,1 % de sulfapyridine de sodium)
5. Gélose double à la lysine et au fer modifiée (DMLIA; 2)
6. Gélose aux trois glucides et au fer (TSI)
7. Gélose à la lysine et au fer (LIA)
8. Milieu MR-VP
9. Bouillon tryptoné
10. Gélose au citrate de Simmons
11. Gélose au rouge de phénol et au tartrate
12. Milieu d’étude de la mobilité
13. Gélose à l’urée de Christensen
14. Milieu de fermentation des glucides avec indicateur Andrade
15. Milieu d’essai pour décarboxylase (Moeller)
16. Bouillon au malonate
17. Bouillon au KCN
18. Gélose à la phénylalanine
19. Gélatine nutritive
20. Bouillon à la trypticase et au soya
21. Bouillon tryptosé

U.3.2 Méthodes d’analyse

U.3.2.1 Préparation des échantillons pour l’analyse

Selon la nature des échantillons à analyser (p. ex., produits hachés plutôt qu’échantillons de liquides d’eau de rinçage de la volaille), il faut appliquer des méthodes de préparation distinctes pour chaque type d'échantillon. Afin d’assurer l’uniformité des résultats issus de laboratoires différents, il faut suivre rigoureusement les procédures décrites dans la présente section.

U.3.2.1.1. Préparation des échantillons de produits hachés crus

a. Se servir d’une cuillère ou d’une spatule stérile pour prélever des portions du produit en plusieurs points de l’échantillon et préparer un échantillon composite de 25 g dans un sac en plastique stérile pour Stomacher ou dans un pot pour mélangeur. Utiliser un sac filtre de type Stomacher pour faciliter le pipetage après le pré-enrichissement.

b. Ajouter 225 mL d’EPT. Homogénéiser pendant deux minutes dans le Stomacher ou le mélangeur.

U.3.2.1.2 Préparation de l’éponge d’écouvillonnage — carcasses de boeuf ou de porc

Verser 50 mL d’EPT dans le sac contenant l’éponge de manière que le volume total de liquide soit porté à 60 mL et que l'éponge soit complètement immergée. Avant de commencer le processus d'analyse, il faut que toute l'éponge soit immergée. Bien mélanger.

U.3.2.1.3 Préparation des échantillons de liquide de rinçage — carcasses de poulets

a. Prélever 30 mL du liquide de rinçage de la carcasse et les verser dans un sac de plastique stérile ou dans un autre contenant stérile.

b. Ajouter 30 mL d’EPT à l’échantillon. Bien mélanger.

U.3.2.1.4 Préparation des échantillons de liquide de rinçage — carcasses de dindon

a. Prélever 30 mL de liquide de rinçage de la carcasse et les verser dans un sac de plastique stérile ou dans un autre contenant stérile.

b. Ajouter 30 mL d’EPT à l’échantillon. Bien mélanger.

U.3.2.3 Méthodes de dépistage

Les suspensions d’échantillon et d’EPT préparées selon la section Préparation des échantillons pour l’analyse (ci-dessus) sont le point de départ de cette étape de protocole. À partir d’ici, les suspensions d’échantillons de divers types (p. ex., échantillon de liquide de rinçage, de carcasse entière et de produit haché cru) peuvent être traitées de la même manière.

Nota  : Si l’on utilise un trousse de dépistage, suivre le mode d’emploi du fabricant pour l’enrichissement. Si l’on adopte une autre méthode d’enrichissement, il faut demander au fabricant de la trousse de dépistage d'en vérifier l’efficacité ou en faire vérifier l'efficacité en laboratoire; les résultats de telles vérifications doivent être versés dans un dossier.

1. Incuber la suspension échantillon/EPT à 36 ± 1 °C pendant 20 - 24 heures.
2. a. Transférer 0,5 mL de culture de pré-enrichissement de la suspension échantillon/EPT dans 10 mL de bouillon TT.

   b. Transférer 0,1 mL de la culture de pré-enrichissement de la suspension échantillon/EPT dans 10 mL de bouillon RV.

3. a. Incuber la culture d’enrichissement au TT à 42 ± 0,5 °C pendant 22 à 24 heures.

   b. Incuber la culture d’enrichissement en milieu RV à 42 ± 0,5 °C pendant 22 à 24 heures.

4. Ensemencer en stries chaque culture d’enrichissement dans des boîtes de gélose DMLIA et BGS. Ne pas subdiviser les boîtes pour ensemencer des échantillons multiples; ensemencer en stries toute la boîte de gélose avec un seul enrichissement de l’échantillon.
5. Incuber les boîtes à 36 ± 1 °C.
6. Examiner les boîtes après 22 à 24 heures d’incubation. Incuber de nouveau les boîtes négatives et les réexaminer le jour suivant.
7. Sélectionner et confirmer les colonies suspectes tel qu’il est décrit dans les sections Méthodes d’isolement et Méthodes d’analyse biochimique (ci-après).

U.3.2.4 Méthodes d’isolement

1. Prélever des colonies typiques bien isolées.

   a. BGS. Sélectionner les colonies roses, opaques, d’apparence lisse; le milieu de culture est rouge en périphérie des colonies. Dans les plats très colonisés, chercher les colonies ambrées sur fond vert.

   b. DMLIA. Choisir les colonies pourpres avec ou sans centre noir. Comme les salmonelles décarboxylent de manière caractéristique la lysine et ne font fermenter ni le lactose ni le sucrose, le milieu de culture tourne au pourpre.

2. Choisir trois colonies suspectes dans chaque boîte. Prélever seulement à la surface et au centre de la colonie. Éviter de toucher la gélose parce que ces milieux sélectifs peuvent supprimer la croissance des organismes qui sont viables, mais non visibles; des organismes « dormants » peuvent aussi être prélevés à la surface de la gélose et transférés au milieu servant aux tests de confirmation. Si une boîte est surpeuplée et ne contient pas de colonies bien isolées, ensemencer de nouveau en stries directement dans des boîtes de gélose sélective fraîche.

U.3.2.5 Méthodes de culture sélective initiale des isolats

1. Inoculer les géloses inclinées TSI et LIA l’une après l’autre avec un seul prélèvement d’une colonie en piquant les culots et en ensemençant en stries les pentes en une seule opération. Si l’on se sert de tubes à bouchon à vis, ceux-ci doivent être desserrés avant l’incubation. Incuber à 36 ± 1 °C pendant 24 ± 2 heures.
2. Examiner les pentes de gélose TSI et LIA à mesure que celles-ci se solidifient. Noter tout changement de la couleur des culots et des pentes, le noircissement du milieu de culture, la présence de gaz indiquée par des bulles d’air ou le fendillement de la gélose. Observer également l’apparence des colonies en croissance sur les pentes et le long des stries ensemencées. Jeter les cultures affichant le phénomène « d’essaimage » à partir du site original d’inoculation. Jeter également les cultures de gélose LIA dont la pente est rougeâtre. Les isolats montrant des réactions caractéristiques de Salmonella doivent être confirmés au moyen de tests sérologiques. Examiner les isolats suspects mais non typiques de Salmonella en menant à la fois des tests biochimiques et sérologiques. Mener des tests biochimiques de confirmation SEULEMENT quand les isolats semblent caractéristiques de Salmonella, mais ne donnent pas de résultats positifs aux tests sérologiques. Consulter le tableau suivant pour faire ces déterminations.

U.3.2.5 Tests sérologiques

Tous les isolats donnant sur les géloses TSI et LIA des réactions qui laissent supposer la présence de Salmonella doivent subir des tests sérologiques. Si les réactions sur TSI et LIA ainsi que les résultats des tests sérologiques confirment la présence de Salmonella, l’analyse peut cesser. Toutefois, si on obtient des résultats atypiques sur gélose TSI ou LIA ou des résultats négatifs aux tests sérologiques, il est obligatoire de procéder à des analyses biochimiques (voir les tests biochimiques ci-après).

U.3.2.5.1 Tests d’agglutination O

Les isolats doivent au moins être analysés au moyen d’un antisérum O polyvalent réagissant avec des sérogroupes A à I de Salmonella. Si l’on obtient des résultats positifs avec un antisérum O polyvalent, il faut déterminer le type de l’isolat en utilisant des antisérums individuels pour les groupes O de A - I. Les analyses pour les groupes O de A à I doivent viser la majorité des sérotypes de Salmonella que l’on trouve le plus couramment dans la viande et les produits avicoles. À l’occasion cependant, un isolat caractéristique de Salmonella [biochimiquement et sérologiquement (H polyvalent)] mais qui ne réagit pas avec les antisérums de groupes A - I sera récupéré. Cet isolat peut être identifié comme étant « Salmonella n’appartenant pas aux groupes A à I » ou « groupage O de Salmonella au-delà de I ».

Suivre les instructions du fabricant jointes aux antisérums. Utiliser les colonies sur les pentes des géloses TSI ou LIA. Tester d’abord l’isolat en utilisant un antisérum O polyvalent. Ne pas lire les résultats des tests d’agglutination avec une lentille manuelle. S’il y a agglutination avec la saline témoin seule (autoagglutination), identifier l’isolat au moyen de tests biochimiques. S’il n’y a pas d’agglutination dans la saline témoin, mais qu’il y a agglutination dans le sérum polyvalent, identifier le groupe O individuel en utilisant des antisérums de groupage O individuels visant les Salmonella des groupes A - I. Consigner les résultats positifs et procéder aux tests d’agglutination H.

U.3.2.5.2 Tests d’agglutination H

Inoculer le bouillon au soja et à la trypticase ou le bouillon tryptosé. Incuber à 36 ± 1 °C toute la nuit ou jusqu’à ce que les colonies reviennent à une densité approximative de trois sur l’échelle McFarland. Ajouter une quantité égale de saline contenant 0,6 % de formaline et laisser reposer pendant une heure. Prélever une partie du bouillon et en mettre 1 mL dans chacun des deux tubes d’essai de 13 x 100 mm. Dans l’un des tubes, ajouter le sérum H polyvalent anti-Salmonella selon la quantité indiquée par le titre du sérum ou le mode d’emploi du fabricant. L’autre tube sert comme témoin pour l’autoagglutination. Incuber les deux tubes à 48-50 °C dans un bain-marie pendant une heure. Vérifier s’il y a agglutination. On peut exécuter n’importe quel autre test d’agglutination H en autant qu’il donne des résultats équivalents à ceux obtenus par la méthode d’agglutination en tube courante susmentionnée.

U.3.2.6 Méthodes d’analyse biochimique

L’analyse biochimique de confirmation n’est requise que lorsque les isolats donnent des résultats atypiques sur les géloses TSI ou LIA ou lorsqu’ils donnent des résultats négatifs aux tests sérologiques. Exécuter le nombre minimal d’essais nécessaires pour déterminer si un isolat peut être rejeté ou s’il fait partie du genre Salmonella. Il est inutile de pousser plus loin les tests d’analyse d’un isolat provenant d’un échantillon qui a déjà donné des résultats caractéristiques du genre.

S’il faut poursuivre les analyses, inoculer les milieux suivants en premier : bouillon tryptoné, milieu MR-VP, gélose au citrate de Simmons, gélose à l’urée de Christensen, milieu d’étude de la mobilité, gélose au rouge de phénol et au tartrate, bouillons de fermentation du glucose, du lactose, du sucrose, de la salicine et du dulcitol. Incuber à 36 ± 1 °C et consigner les résultats le jour suivant. Vérifier après 24 heures la production d’indole dans le bouillon tryptoné avec le réactif de Kovac et, si les résultats sont négatifs, de nouveau après 48 heures. Ne pas réaliser le test sur MR-VP avant 48 heures. Si les résultats sont ambigus, répéter ce test après cinq jours d’incubation. Conserver les bouillons de fermentation des glucides qui sont négatifs pendant 14 jours.

Consulter le manuel Edward and Ewing’s Identification of Enterobacteriaceae, quatrième édition (3), pour en savoir plus sur les réactions biochimiques des Enterobacteriaceae, les milieux de fermentation et les méthodes d’analyse.

Jeter tous les isolats qui ont donné des résultats positifs sur gélose à l’urée ou sur milieu VP. Jeter également tous les isolats alliant les caractéristiques suivantes : production de gaz avec le glucose, production d’indole mais pas de H₂S, résultats positifs sur milieu MR, résultats négatifs sur milieu VP et résultats négatifs sur gélose au citrate; il s’agit ici d’E. coli, peu importe la capacité de fermentation du lactose en 48 heures.

Inoculer en vue d’autres tests biochimiques au besoin afin d’éliminer d’autres Enterobacteriaceae. Consulter le manuel d’Edwards et Ewing pour plus de précisions à ce sujet. Éliminer les Providencia d’après l’obtention de résultats positifs à la phénylalanine. Éliminer également Hafnia alvei d’après les résultats biochimiques suivants : résultats négatifs pour l’indole; résultats négatifs sur milieu MR, résultats positifs sur milieu VP et sur gélose au citrate après quatre jours d’incubation à 25 °C; fermentation de l’arabinose et du rhamnose; aucune fermentation de l’adonitol, de l’inositol, du sorbitol et du raffinose.

On peut également opter pour d’autres tests biochimiques en autant que ceux-ci donnent des résultats équivalents à ceux obtenus avec les tests courants.

U.3.3 Méthodes de contrôle de la qualité

On recommande d’appliquer au moins trois méthodes de contrôle dès que l’on recherche la présence de Salmonella dans la viande ou les produits avicoles. Les contrôles devraient inclure les tests de dépistage de S. typhimurium (résultats positifs pour H₂S) et de S. senflenberg (résultats négatifs pour H₂S), et un milieu de contrôle non inoculé. La concentration d’inoculum pour les contrôles positifs devrait avoisiner 30 - 300 CFU par contenant de milieu enrichi. Inoculer les contrôles positifs à la fin de chaque jour. Incuber les trois contrôles avec les échantillons et les analyser de la même manière que ces derniers. Confirmer au moins un isolat récupéré de chaque échantillon de contrôle positif.

U.3.3.1 Stockage des isolats

Ne pas stocker des isolats sur de la gélose TSI parce que cela tend à accentuer l’irrégularité des antigènes O. À court terme (2-3 mois), inoculer une pente de gélose nutritive, incuber à 36 ± 1 °C toute la nuit et conserver à 4-8 °C.

Pour le stockage à long terme des isolats, préparer une sous-culture d’isolats de Salmonella en piquant de la gélose nutritive (0,75 %). Incuber à 36 ± 1 °C toute la nuit, puis sceller les tubes avec des bouchons de liège trempés dans de la paraffine chaude. La cire domestique est préférable à la paraffine, parce qu’elle reste relativement molle à la température ambiante, de sorte que les bouchons sont plus faciles à enlever. Stocker les isolats dans l’obscurité à la température ambiante. Ces isolats demeureront viables pendant plusieurs années. Stocker les cultures souches de travail de Salmonella sur pentes de gélose nutritive. Transférer les souches tous les mois, incuber toute la nuit à 36 ± 1 °C puis les conserver à 4-8 °C.

U.3.4 Références

1. AOAC International, 1995, Official Methods of Analysis of AOAC International. P.A. Cunniff, ed. 16th Edition. Gaithersburg, MD.
2. Bailey, J.S., J.Y. Chiu, N.A. Cox, and R.W. Johnston 1988, Improved selective procedure for detection of salmonellae from poultry and sausage products. J. Food Protect. 51(5):391-396.
3. Ewing, W.H. 1986. «Edwards and Ewing’s Identification of Enterobacteriaceas», 4th Edition. Elsevier Science Publishing Co. Inc., New York, NY.
4. Vassiliadis, P. 1983. The Rappaport-Vassiliadis (RV) enrichment medium for the isolation of salmonellas: An overview. J. Appl. Bacteriol. 54-69-76.

U.4 TRAITEMENT DES RÉSULTATS DE LABORATOIRE ET TENUE DE DOSSIERS

A - Laboratoires accrédités

Les laboratoires accrédités pour le dépistage de Salmonella doivent remettre directement les résultats des tests de dépistage d'une manière à la fois rapide et simultanée tant à l’établissement d'origine qu’au v/i-c de l'ACIA. En outre, le laboratoire doit conserver copie des résultats selon les procédures usuelles.

B - Établissements agréés

L’établissement agréé doit avoir élaboré des procédures écrites relatives à la réception, à la compilation et à la conservation des résultats de laboratoire. Un système conçu pour faciliter l’analyse d’une série de tests doit être en place dans l'établissement : un registre des modifications convenable peut suffire à cette fin. Des dossiers sur les résultats des tests de dépistage (c'est-à-dire les rapports d’analyse) doivent être conservés dans l’établissement pour une période d’au moins 24 mois. Une procédure de notification doit être mise en place pour assurer le signalement de tous les résultats positifs au v/i-c de l'ACIA.

C - Le v/i-c de l'ACIA affecté à l'établissement agréé

Le v/i-c de l'ACIA doit conserver pendang au moins deux ans les rapports d’analyses qui lui sont directement transmis du laboratoire. Il doit non seulement faire le suivi des tests positifs, mais aussi comparer ses résultats à ceux de l'établissement pour s'assurer que ce dernier compile les données appropriées d'une manière adéquate. Les résultats de laboratoire sont compilés sur le formulaire prévu à cet effet (voir partie IV de la GECB). À la fin de chaque série de tests, le rapport doit être acheminé à l’Administration centrale.

U.5 Arbre de décision pour l’analyse des résultats des tests de dépistage

FLOWCHART DIAGRAM 

U.6 FEUILLE DE TRAVAIL — Détermination de la ou des catégories de produits à échantillonner aux fins du dépistage de Salmonella;

Instructions au v/i-c : Utiliser la présente feuille de travail pour remplir la partie 4A de la GECB. Demander à l’établissement de vous remettre une liste de produits fabriqués dans l’établissement qui sont visés par une norme de rendement relative à Salmonella. Les produits doivent être regroupés par norme de rendement et dans l’ordre descendant du volume de production (c'est-à-dire de la catégorie de produits fabriqués en plus grande quantité à la catégorie de produits fabriqués en moins grande quantité). Remplir un exemplaire de la présente feuille de travail pour chaque catégorie de produit fabriqué dans l’établissement qui est visé par une norme de rendement relaltive à Salmonella. Agrafer un exemplaire de la ou des feuilles de travail remplies à la partie 4A de la GECB et conserver le tout dans votre bureau.

Cette catégorie de produit est-elle exemptée du dépistage? (Voir la section U.1.1)	OUI NON
Question no 1 Cette catégorie de produits a-t-elle été analysée auparavant?	Award :
- Oui	0 points
- Non	4 points
Si oui, quels étaient les résultats des tests de dépistage de l'année dernière?
- satisfaisants pour la première série de tests	0 points
- insatisfaisants pour la première série de tests, mais satisfaisants pour la deuxième	1 point
- insatisfaisants pour les deux premières séries de tests, mais satisfaisants pour la troisième	3 points
- insatisfaisants pour les première, deuxième et troisième séries de tests, mais retour à conformité	5 points
Question no 2 L'établissement a-t-il modifié ses pratiques de fabrication pour la catégorie de produits visée?
- Oui	2 points
- Non	0 points
Question no 3 Quels étaient les résultats des tests de dépistage d'E. coli (biotype I), type générique, l'année dernière?
- Satisfaisaient-ils régulièrement aux critères de vérification du processus ou les surpassaient-ils occasionnellement?	0 points
- Surpassaient-ils régulièrement les critères de vérification du processus (au moins deux fois par mois en moyenne)?	2 points
Question no 4 Des instructions écrites ont-elles reçues d'un responsable du Réseau de programmes de l'ACIA indiquant qu'il sera nécessaire de mener des tests sur cette catégorie de produits durant l'année à venir?
- Oui	5 points
- Non	0 points
Des tests de dépistage de Salmonella doivent être effectués sur : la catégorie de produits ayant obtenu le pointage le plus élevé (en cas d'égalité, des tests pour Salmonella doivent être effectués sur le produit fabriqué en plus grande quantité); et toute catégorie de produits ayant obtenu un pointage égal ou supérieur à 5.

ÉUA - Annexe U – Section U.6 – FEUILLE DE TRAVAIL – Détermination de la ou des catégories de produits à échantillonner aux fins du dépistage de Salmonella;

Détermination de la ou des catégories de produits à échantillonner aux fins du dépistage de Salmonella Établ. no.:

Date :

Inspecteur responsable/vétérinaire en chef (signature) :

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